Polifenoli: duplibiotici in grado di produrre oltre 100’000 metaboliti secondari in grado di interagire positivamente con il nostro microbiota intestinale

Doppio ruolo dei polifenoli nella modulazione del microbiota intestinale

Introduzione

Il microbiota intestinale svolge un ruolo cruciale sulla fisiologia dell’ospite. È ben noto che esiste una stretta relazione simbiotica tra il microbiota intestinale e l’ospite e che questa associazione è complessa e multidimensionale, in quanto coinvolge gli assi intestino-polmone, intestino-cervello, intestino-pelle, intestino-muscoli e intestino-tessuto adiposo, tra gli altri.

La stretta connessione tra l’ecosistema intestinale e le risposte metaboliche endogene dell’ospite sta ricevendo molta attenzione ultimamente, grazie al suo coinvolgimento chiave nell’insorgenza e nel progresso delle malattie cardiometaboliche, dell’infiammazione intestinale, del cancro (6), della cognizione e dei disturbi neuropsicologici. Il microbiota intestinale è ora considerato un obiettivo terapeutico rilevante per molte malattie croniche della società.

La dieta svolge un ruolo dominante nella modulazione del microbiota intestinale

La fermentazione dei suoi componenti da parte del microbiota commensale genera una serie di reti di scambi reciproci che forniscono all’ospite nutrienti e segnali chimici che influenzano sia l’immunità che il metabolismo. Molti di questi substrati alimentari sono prebiotici, che vengono selettivamente utilizzati dai microbi intestinali dell’ospite conferendo benefici per la salute promuovendo la crescita e l’attività di ceppi batterici benefici.

Fino a poco tempo fa, il concetto di prebiotico era limitato a determinati carboidrati non digeribili; tuttavia, i fitochimici, come i (poli)fenoli, esercitano potenzialmente effetti prebiotici stimolando selettivamente batteri benefici e riducendo l’incidenza di malattie. I (poli)fenoli sono una classe diversificata di metaboliti vegetali secondari presenti nella maggior parte delle diete. A causa della loro struttura chimica, vengono scarsamente assorbiti e raggiungono quindi il colon, dove influenzano il microbiota residente. In particolare, i (poli)fenoli possono stimolare diverse specie batteriche chiave come Akkermansia muciniphila, Bacteroides thetaiotaomicrom, Faecalibacterium prausnitzii, Bifidobacteria e Lactobacilli.

L’impatto benefico diretto dei (poli)fenoli sul microbiota intestinale si basa su due principali modalità d’azione: un effetto stimolante diretto sui batteri e un effetto antimicrobico diretto. Inoltre, i (poli)fenoli possono anche inibire selettivamente lo sviluppo di specie patogene potenziali spesso associate a disturbi metabolici.

Gli effetti diretti dei (poli)fenoli sul microbiota generano cambiamenti ecologici batterici e favoriscono relazioni sinergiche che modulano ulteriormente la composizione e la funzione del microbiota. Infatti, parallelamente all’effetto antimicrobico dei (poli)fenoli, i batteri resistenti ai (poli)fenoli, come Akkermansia muciniphila, vengono potenziati dopo l’assunzione di (poli)fenoli nella dieta, evidenziando la loro capacità di resistere all’azione antimicrobica dei (poli)fenoli e la loro capacità di occupare opportunisticamente nicchie ecologiche liberate.

Inoltre, attraverso reazioni cataboliche successive, i batteri produttori di PAZymes possono fornire metaboliti fenolici utilizzati da altre specie batteriche benefiche in complesse catene alimentari trofiche. In questo senso, segnalazioni emergenti suggeriscono che alcuni (poli)fenoli possono essere utilizzati e trasformati da microrganismi benefici dell’intestino, come Lactiplantibacillus plantarum, in metaboliti fenolici bioattivi che vengono successivamente liberamente assorbiti e trasportati verso gli organi bersaglio.

In questo contesto, sembra che alcuni (poli)fenoli possano esercitare un autentico effetto prebiotico stimolando batteri commensali e inducendo la produzione di metaboliti benefici dei (poli)fenoli, contribuendo ulteriormente alla salute umana.

Questa recensione discute come i (poli)fenoli interagiscono direttamente con il microbiota intestinale per fornire benefici all’ospite. Per tener conto delle due principali modalità d’azione dei (poli)fenoli, viene suggerito l’uso del termine “duplibiotici” che amplia il campo dell’attività prebiotica includendo e definendo un substrato in grado di modulare la composizione del microbiota intestinale attraverso un duplice effetto antimicrobico e stimolante sui batteri benefici.

Il microbiota intestinale e il suo coinvolgimento nella salute dell’ospite

Il tratto gastrointestinale umano è abitato da circa 10¹⁴ batteri metabolicamente attivi, in altre parole 100 trilioni di batteri. Il microbiota intestinale è principalmente rappresentato da un numero limitato di fili “phyla” batterici: Firmicutes, Bacteroidota (che costituiscono circa il 90% del microbiota intestinale), Actinobacteria, Proteobacteria e Verrucomicrobia.

Nonostante l’alta variabilità interindividuale, Firmicutes è il filo predominante negli esseri umani e nei roditori, con oltre 250 generi. Inoltre, il filo Bacteroidetes raggruppa circa 20 generi, tra i quali il genere Bacteroides è il più rappresentato. Il filo Actinobacteria è rilevato in modo meno costante come dominante e rappresenta un’percentuale inferiore (5%) dei batteri totali; include il genere Bifidobacterium, da cui sono stati identificati molti probiotici. Infine, il filo Verrucomicrobia include il genere Akkermansia spp., che è presente in bassa proporzione (3-5%) e ora è considerato un probiotico di nuova generazione.

In media, il microbiota intestinale codifica circa 40 volte più geni rispetto al suo ospite umano, fornendo una capacità metabolica estesa principalmente orientata verso il catabolismo di composti complessi acquisiti attraverso la dieta.

Il microbiota intestinale è particolarmente specializzato nella degradazione dei costituenti vegetali con migliaia di geni dedicati alla digestione dei carboidrati complessi. Oltre ai glicani, il microbiota intestinale fermenta e sintetizza proteine, trasforma xenobiotici e gli acidi biliari dell’ospite e fornisce al corpo vitamine essenziali.

Questa intensa attività porta alla produzione di metaboliti batterici benefici come gli acidi grassi a catena corta (SCFA, principalmente acetato, propionato e butirrato), indoli, neurotrasmettitori e gasotrasmettitori (ad es. H2S, NO). Gli SCFA sono strettamente coinvolti nell’omeostasi energetica, nella risposta insulinica, nell’accumulo di grasso e nella segnalazione immunitaria.

Tra gli SCFA, il butirrato rafforza la barriera mucosale intestinale, sopprime gli effettori pro-infiammatori nei macrofagi e promuove la differenziazione delle cellule dendritiche. Inoltre, l’attività microbica intestinale può produrre anche metaboliti nocivi come alcuni acidi biliari secondari, p-cresolo, p-tiramina, trimetilammina-N-ossido.

L’epitelio colonico (che risiede nel colon) è associato a un esteso tessuto linfatico che rappresenta la maggior parte degli immunociti del corpo e che costantemente percepisce la microbiota commensale intestinale. I recettori immunitari presenti sulle cellule epiteliali intestinali o sulle cellule dendritiche sorvegliano le strutture microbiche note come “pattern di riconoscimento dei patogeni” e possono segnalare la presenza di patogeni per avviare una risposta immunitaria. In condizioni fisiologiche normali, la microbiota intestinale è mantenuta in uno stato di equilibrio sano (cioè eubiosi) e preserva un’interazione immunitaria intestinale locale equilibrata con l’organismo ospite. Uno squilibrio nella composizione, diversità e capacità metabolica della microbiota intestinale (disbiosi) può tuttavia influenzare negativamente la composizione dei geni (metatranscriptomi), proteine (metaproteomi), funzioni (metagenomi) e metaboliti (metabolomi), influenzando così l’intero ambiente intestinale (microbioma) e la salute dell’ospite.

Modelli murini gnotobiologici, esperimenti di trapianto fecale o studi su gemelli umani hanno chiaramente dimostrato che un’alterata interazione tra la microbiota intestinale e il sistema immunitario mucosale dell’ospite è coinvolta nell’eziologia di diverse malattie metaboliche croniche.

Numerosi studi hanno evidenziato la capacità di specifiche filotipi batterici nel scatenare risposte immunologiche benefiche e ridurre la gravità delle malattie infiammatorie. Questo è il caso delle specie di Bifidobacteria e Lactobacilli, che attenuano l’infiammazione intestinale e i disturbi metabolici nella colite ulcerosa e nell’obesità. Ad esempio, determinati ceppi di probiotici, come L. plantarum WCFS1, migliorano l’infiammazione riducendo i livelli di citochine proinfiammatorie plasmatiche. Altri microorganismi rilevanti considerati come probiotici di nuova generazione, come A. muciniphila, B. thetaiotaomicron e F. prausnitzii, interagiscono in modo intricato con il sistema immunitario dell’ospite ed sono stati associati ad effetti benefici sull’ospite.

Questa conoscenza è di fondamentale importanza per sviluppare terapie basate sulla microbiota, comprese le strategie non farmacologiche, come gli ingredienti funzionali alimentari (prebiotici), i microrganismi vivi (probiotici e alimenti fermentati) o i metaboliti microbici. L’effetto della dieta sulla microbiota intestinale e le sue influenze sulle risposte immunologiche dell’ospite e sul fenotipo metabolico sono riassunti nella Figura 1.

Rimodellare la microbiota intestinale con diete arricchite di polifenoli: introduzione del concetto di duplibiotici

I polifenoli sono composti da un anello aromatico con almeno un gruppo idrossile; questa struttura può variare da monomeri a polimeri complessi di elevato peso molecolare.

Sono classificati in due gruppi principali: flavonoidi e non-flavonoidi. La loro diversità e classificazione sono illustrate nella Figura 2. Solo una piccola parte dei (polifenoli) consumati viene assorbita (5-10%), mentre una grande proporzione (90-95%), tipicamente flavonoidi agliconi e polimeri, raggiunge il colon, dove interagiscono con la microbiota e possono esercitare i loro effetti antimicrobici e prebiotici.

I prebiotici sono di solito ricondotti a specifici carboidrati non digeribili (come l’inulina, i frutto-oligosaccaridi FOS e i galatto-oligosaccaridi GOS). Tuttavia, di recente il concetto è stato rivalutato dall’Associazione Scientifica Internazionale per Probiotici e Prebiotici (ISAPP), che ha sottolineato come i (polifenoli) delle piante possano essere considerati prebiotici. Infatti, sulla base delle recenti evidenze dell’utilizzo trofico dei (polifenoli) da parte dei batteri intestinali e della loro azione promotrice sulle specie benefiche per la salute dell’ospite, diversi (polifenoli) potrebbero rientrare in questa categoria.

Attraverso questi effetti prebiotici, gli alimenti ricchi di (polifenoli) possono attenuare malattie metaboliche e infiammatorie, aumentare la produzione di muco intestinale dell’ospite, indurre la secrezione di peptidi antimicrobici intestinali, modulare gli acidi biliari epatici e la secrezione di immunoglobuline intestinali.

L’azione dei (polifenoli) sulla microbiota intestinale si basa spesso su effetti duali antimicrobici e stimolanti la crescita (e quindi potenzialmente prebiotici).

Ad esempio, i polifenoli del vino rosso aumentano l’abbondanza fecale di Bifidobacteria, Lactobacilli e F. prausnitzii, mentre inibiscono produttori di LPS, come E. coli e Enterobacter cloacae, in pazienti affetti da sindrome metabolica. In questo senso, viene proposto il neologismo “duplibiotici” per rappresentare quei modi d’azione indissolubilmente legati al substrato nell’intestino, che promuovono specie batteriche benefiche attraverso effetti antimicrobici e prebiotici concomitanti (Figura 3).

Questo termine consente una descrizione più accurata e completa degli effetti duali di certi (polifenoli).

Meccanismi antimicrobici dei polifenoli

Molti studi hanno documentato i meccanismi antimicrobici pleiotropici attraverso i quali i (polifenoli) modulano le comunità microbiche intestinali. Ad esempio, i (polifenoli) possono interagire con proteine batteriche per inibire la sintesi di acidi nucleici batterici, alterare la funzione e fluidità delle membrane cellulari, modificare l’integrità e la sintesi della parete cellulare, influenzare il metabolismo cellulare e prevenire la formazione di biofilm.

Allo stesso modo, i (polifenoli) possono inibire il quorum sensing e chelare metalli essenziali come ferro, rame e zinco, fondamentali per il metabolismo batterico. Attraverso le loro azioni antimicrobiche, i (polifenoli) possono agire come inibitori di patogeni opportunistiche, proteggere l’epitelio intestinale e ripristinare l’omeostasi della microbiota alterata in diverse malattie.

L’azione antimicrobica dei (polifenoli) influisce su diverse risposte genetiche microbiche, che vanno dalla resistenza agli antibiotici alle risposte metaboliche, all’architettura della superficie cellulare e alle vie di risposta allo stress.

Ad esempio, Firrman et al. hanno valutato i modelli di crescita, la morfologia cellulare e i profili di espressione genetica di batteri commensali dell’intestino esposti a diverse concentrazioni di quercetina per 24 ore e hanno osservato che non ha influenzato la crescita di Ruminococcus gauvreauii, ha leggermente represso Bifidobacterium catenulatum, ma ha inibito la crescita di Enterococcus caccae.

L’analisi molecolare della risposta dei batteri alla quercetina ha rivelato meccanismi ipotetici di tolleranza/resistenza. È interessante notare che si è riscontrata un’aumentata espressione di trasportatori ABC, un sistema associato alla resistenza agli antibiotici, in R. gauvreauii e B. catenulatum. In particolare, queste pompe di efflusso possono espellere molecole dannose dalla cellula batterica. In un altro studio, un estratto di (polifenoli) di mirtillo riduceva l’espressione dei geni che codificano per le proteine della membrana esterna in Escherichia coli O157:H7.

La buccia di mirtillo e la frazione ricca di flavonoli avevano effetti battericidi contro ceppi di Salmonella; riducevano l’espressione di geni di virulenza e la biogenesi della parete/cella membrana dopo 20 ore di incubazione. Inoltre, i (polifenoli) possono influenzare anche il quorum sensing batterico. In questo caso, le proantocianidine di mirtillo (PAC) riducevano la produzione di geni di virulenza regolati dal quorum sensing in Pseudomonas aeruginosa è stata ridotta in un modello di Drosophila melanogaster.

Inoltre, i polimeri di PAC del mirtillo hanno potenziato l’azione degli antibiotici convenzionali agendo come inibitori del quorum sensing nei batteri.

Le proprietà di chelazione degli ioni metallici dei (polifenoli) possono ridurre in modo efficiente la colonizzazione dei patogeni nell’intestino mediante la diminuzione dell’attività dei metalloenzimi e interferendo con la fosforilazione ossidativa necessaria per la produzione di eme dei citocromi.

È noto da tempo che la disponibilità di ferro è cruciale per la crescita batterica e il sequestro del ferro può influenzare la crescita e il metabolismo dei patogeni. Ad esempio, le gallotannine chelanti il ferro provenienti dal mango hanno inibito patogeni alimentari Gram-positivi e E. coli Gram-negativi, mentre hanno avuto effetti nulli o minimi sui batteri lattici, poiché quest’ultimo gruppo non dipende dall’eme. L’aggiunta di ferro nel mezzo di crescita ha ridotto l’effetto inibitorio dipendente dall’eme dei polifenoli sui batteri.

Nel contesto dell’obesità, le proprietà antimicrobiche dei (polifenoli) sono state associate alla prevenzione della disbiosi intestinale. Molte delle batterie opportuniste presenti nei casi di obesità e IBD vengono inibite dalle diete arricchite di (polifenoli) (Tabella 1). In linea con ciò, un estratto fenolico di lamponi neri ha inibito 10 generi batterici del phylum Firmicutes, in particolare Ruminococcus, mentre l’abbondanza di A. muciniphila è aumentata di 157 volte nei topi C57BL/6J alimentati con una dieta obesogenica.

Inoltre, un trattamento di 4 settimane con (polifenoli) del tè oolong ha represso la disbiosi intestinale in un modello di obesità indotta da dieta ad alto contenuto di grassi, colonizzato con microbiota intestinale umano; ha aumentato i taxa di Prevotellaceae e ha ridotto Ruminococcaceae, Lachnospiraceae e Veillonellaceae. L’amministrazione dietetica di epigallocatechina-3-gallato (EGCG) a topi C57BL/6N alimentati con una dieta ad alto contenuto di grassi ha ridotto significativamente l’abbondanza dei generi Mucispirillum, Ruminococcus, Lachnospiraceae, Desulfovibrionaceae e Anaerotruncus, e ha aumentato significativamente l’abbondanza dei generi Adlercreutzia, Akkermansia, Allobaculum e Parabacteroides. Questi cambiamenti sono stati associati a un miglioramento della disregolazione degli acidi biliari.

Azione prebiotica del polifenolo

Gli estratti ricchi di (poli)fenoli esercitano un effetto stimolante sui batteri con ruoli biologici cruciali, come le specie probiotiche appartenenti ai generi Lactobacilli e Bifidobacteria.

Questa stimolazione deriva da uno spostamento indotto dai (poli)fenoli nelle nicchie ecologiche microbiche, dal ristabilimento dell’equilibrio pro e antinfiammatorio della mucosa, dall’inibizione di batteri potenzialmente patogeni o dall’utilizzo diretto dei (poli)fenoli da parte di batteri intestinali. In questo senso, è importante distinguere il vero effetto prebiotico dagli effetti indiretti simil-prebiotici indotti dai (poli)fenoli.

Secondo la definizione più recente di prebiotici fornita dall’ISAPP, un composto sarà considerato un prebiotico solo se i suoi benefici per l’ospite sono determinati dal suo utilizzo selettivo da parte dei membri del microbiota intestinale. Questo criterio è di fondamentale importanza per il concetto di prebiotico in quanto esclude dal suo campo di applicazione i composti batteriostatici, antimicrobici e antibiotici, nonché alcuni minerali e vitamine, anche se potrebbero avere un impatto benefico sulla struttura e sull’attività del microbiota, e contribuiscono così alla salute dell’ospite.

È essenziale valutare l’utilizzo selettivo dei (poli)fenoli da parte del microbiota intestinale poiché la loro attività antimicrobica può essere impropriamente interpretata come un effetto prebiotico.

Gli esperti ISAPP, infatti, hanno evidenziato che gli effetti benefici sul microbiota orale indotti dagli estratti di polifenoli del cacao e del mirtillo non sono da considerarsi un effetto prebiotico poiché si basa su effetti batteriostatici sui batteri patogeni sensibili piuttosto che su un effetto stimolante diretto su quelli benefici.

Inoltre, per ragioni analoghe, la degradazione batterica dei (poli)fenoli senza utilizzo – come ad esempio in un processo di disintossicazione – non può essere considerata un vero e proprio effetto prebiotico anche se porta alla liberazione di metaboliti in grado di produrre effetti benefici o di partecipare ad un rete trofica. Per illustrare questa situazione, la degradazione della quercetina in acido diidrossifenilacetico da parte dell’Eubacterium ramulus , un processo di disintossicazione che protegge i trasportatori di zucchero dall’inattivazione, non può essere considerato un effetto prebiotico.

Sia i lattobacilli che i bifidobatteri hanno comprovati effetti sulla salute e diverse specie sono riconosciute come probiotici con modalità di azione note. Sono state chiarite alcune modalità di azione mediante le quali i (poli)fenoli promuovono la crescita batterica. I (poli)fenoli forniscono fonti di carbonio (dopo la deglicosilazione microbica), agiscono come accettori elettronici (come nel caso degli acidi idrossicinnamici) o generano forze motrici protoniche durante la loro metabolizzazione (come nel caso dell’acido gallico) (Figura 3).

I (poli)fenoli promuovono anche la crescita di Bacteroides spp. in vivo. La fioritura di questo genere è stata correlata alla sua capacità di utilizzare (poli)fenoli come substrato trofico

B. thetaiotaomicron, una chiave di volta batterica di questo genere, è riconosciuto come probiotico di nuova generazione con capacità cataboliche dei carboidrati. Tra le specie batteriche stimolate dai (poli)fenoli, spesso spicca un consorzio batterico che esprime PAZymes accompagnato da taxa benefici concomitanti dopo l’assunzione di (poli)fenoli. Tuttavia, vi è ancora una scarsità di risultati sull’induzione di PAZymes in diverse specie batteriche intestinali promosse da (poli)fenoli alimentari.

PAZymes e specie microbiche intestinali

L’azione prebiotica dei (poli)fenoli sul microbiota intestinale può derivare direttamente dall’attivazione di PAZymes come tannasi, quercetinasi (famiglia di diossigenasi di tipo cupina: flavonolo 2,4-diossigenasi, quercetina 2,3-diossigenasi), gallato decarbossilasi, esterasi e degli enzimi decarbossilasi dell’acido fenolico che portano sia alla generazione di metaboliti fenolici bioaccessibili sia alle interazioni microbiche di alimentazione incrociata nell’intestino. Le polveri ricche di (poli)fenoli e le frazioni polimeriche ad alto peso molecolare hanno aumentato significativamente la proporzione delle famiglie Eggerthellaceae e Coriobacteriacea (cioè Adlercreutzia equolifaciens ) nel microbiota intestinale di esseri umani e animali due famiglie che mostrano una capacità unica di scomporre i (poli)fenoli e trasformarli in fattori di crescita trofici. Tra le specie appartenenti a queste famiglie, Gordonibacter spp., Eggerthella lenta e A. equolifaciens sono stati identificati come batteri intestinali che degradano i (poli)fenoli.

È noto che queste specie metabolizzano l’acido ellagico e i flavan-3-oli e hanno la capacità di scindere l’anello C di tutti gli stereoisomeri della (epi)catechina e di altri derivati. Allo stesso modo, l’attività di promozione della crescita dei (poli)fenoli del mirtillo sui ceppi di bifidobatteri e lattobacilli è stata collegata alle loro capacità di metabolizzazione dei (poli)fenoli. Infine, le specie di Lactobacilli, come L. plantarum, Lacticaseibacillus casei e Lactobacillus acidophilus prosperano su terreni arricchiti (poli)fenolici grazie alla loro capacità di metabolizzare i tannini.

Ad oggi, il metabolismo dei (poli)fenoli di L. plantarum è uno dei meglio studiati tra i batteri probiotici. Questo microrganismo onnipresente colonizza diverse nicchie ricche di (poli)fenoli, come la fillosfera delle piante e le verdure fermentate, così come i latticini e l’intestino umano.

Queste caratteristiche metaboliche rendono L. plantarum un ottimo candidato per lo sviluppo di sinbiotici che mirano a potenziare i benefici delle diete ricche di (poli)fenoli. Il potenziale prebiotico dei (poli)fenoli appare quindi dipendente dall’arsenale di PAZymes innescato da probiotici e microbi commensali.

Trasformazione di esteri e polimeri dell’acido gallico

Tannino

Le tannasi o tannino acil idrolasi rappresentano un’ampia famiglia di enzimi esterasi che presenta un’ampia gamma di specificità di substrati che variano a seconda della struttura molecolare dell’enzima. Le tannasi batteriche possono idrolizzare gli esteri di gallato e protocatechuate presenti nei tannini e in altri composti fenolici. Tuttavia, non è chiaro se i tannasi batterici intestinali idrolizzino i tannini con maggiore complessità chimica, come gli ellagitannini.

L’attività tannasica è stata principalmente segnalata nei batteri dell’acido lattico come L. plantarum, Lactiplantibacillus pentosus, Lactiplantibacillus paraplantarum, L. acidophilus, Pediococcus acidilactici e Pediococcus pentosaceus. La presenza di questo enzima è stata notata anche in altri batteri intestinali come Roseburia intestinalis XB6B4 e Slackia heliotrinireducens.

Le tannasi intracellulari del microbiota intestinale possono contribuire alla trasformazione di composti che potenzialmente entrano nella cellula microbica (p. es., metil gallato, epigallocatechina gallato ed epicatechina gallato).

I batteri tannasi extracellulari possono anche trasformare molecole più grandi, come i gallotannini e, possibilmente, gli ellagitannini galloilati. Nel colon, queste tannasi extracellulari microbiche intestinali possono svolgere un ruolo chiave nel potenziale prebiotico dei tannini, rilasciando più molecole bioaccessibili dai polifenoli non assorbibili. Barnes et al. hanno scoperto che gli individui magri hanno un’attività della tannasi intestinale microbica più elevata rispetto agli individui con obesità, suggerendo che è probabile che la composizione microbica intestinale influenzi questa attività enzimatica.

Le tannasi intestinali sembrano stimolare la produzione di metaboliti gallotannino-colonici, in quanto concentrazioni più elevate di questi metaboliti (cioè acido 4- O -metilgallico, acido 4- O -metilgallico-3- O -solfato e metaboliti pirogallolo -O -solfato) vengono successivamente ritrovati nella circolazione sistemica di individui magri che seguono una dieta ricca di gallotannini (400 g di polpa di mango). È interessante notare che i soggetti che hanno ricevuto una dieta arricchita di gallotannini per sei settimane tendevano ad aumentare la loro attività tannasica, il che indica che le strategie dietetiche possono ristabilire questa funzione enzimatica intestinale.

Gallato decarbossilasi

I gallato decarbossilasi sono enzimi microbici che trasformano l’acido gallico in pirogallolo. Questi PAZyme sono altamente presenti nei batteri dell’acido lattico isolati da fonti vegetali, compresi quelli appartenenti al gruppo L. plantarum e alcuni Lactobacillus gasseri. Degno di nota, la gallato decarbossilasi favorisce l’assorbimento di energia in L. plantarum , generando una forza motrice protonica durante il metabolismo dell’acido gallico. Nell’ospite, i batteri probiotici produttori di gallato decarbossilasi possono aumentare i benefici metabolici indotti dall’acido gallico e dai polifenoli ricchi di acido gallico.

Zanna et al. L. plantarum produttore di gallato decarbossilasiceppo (WCFS1), somministrato in concomitanza con gallotannini (polimeri glicosidici dell’acido gallico), tendeva a potenziare gli effetti antiobesità dei gallotannini in un modello di topo gnotobiotico. Il tessuto adiposo bruno dei topi integrati con L. plantarum aveva livelli più elevati di mRNA di geni termogenici rispetto ai topi che ricevevano solo gallotannini. I batteri che producono decarbossilasi possono quindi aumentare la produzione di pirogallolo nell’intestino, comportando potenziali effetti antiobesità e antitumorali. Un approccio di sequenziamento ad alto rendimento ha rivelato che questa funzione enzimatica è presente anche in diverse divisioni filogenetiche del microbiota intestinale.

La gallato decarbossilasi è stata prevista nei ceppi di Erysipelotrichaceaebatterio, Enterobacter cloacae, Actinomyces glycerinitolerans, Anaerostipes hadrus, Enterococcus raffinosus, Pediococcus ethanolidurans, Klebsiella michiganensis, Blautia sp., Dorea longicatena, Clostridium butyricum.

Trasformazione degli esteri dell’acido idrossicinnamico

Feruloil Esterasi

Le feruloil esterasi (chiamate anche idrossicinnamoil esterasi) sono una grande famiglia di PAZyme (Polysaccharide-Active Enzymes) gruppo di enzimi specializzati nella degradazione dei polisaccaridi, presenti negli alimenti vegetali, come cellulosa, amido, pectine e xilani.

Le feruloil esterasi presentano diverse capacità idrolizzanti nei confronti degli esteri dell’acido idrossicinnamico (esteri dell’acido ferulico, p-cumarico, caffeico, sinapinico o diferulico), che si trovano frequentemente nelle pareti cellulari delle piante , come nella crusca di frumento, nei frutti di bosco e nel topinambur. Poiché di solito sono legati in modo covalente alle fibre, non sono facilmente bioaccessibili. Pertanto, le feruloil esterasi possono migliorare la biodisponibilità di questi composti funzionali.

Questa attività enzimatica è stata finora riportata in Bifidobacterium longum, Lactobacillus helveticus, Lactobacillus johnsonni, Limosilactobacillus reuteri, Lactobacillus acidophilus, Limosilactobacillus fermentum e L. plantarum. Tuttavia, l’affinità del substrato può differire notevolmente tra le esterasi batteriche. Ad esempio, la feruloil esterasi di L. fermentum ha una maggiore attività idrolitica sul metil caffeato, rispetto al trans p -cumarato o al metil ferulato.

I batteri dell’acido lattico produttori di feruloil esterasi hanno un ampio spettro di applicazioni poiché aumentano la bioaccessibilità degli acidi ferulico e di altri acidi idrossicinnamici negli alimenti fermentati, come l’orzo integrale fermentato e la semola di avena. Inoltre, l’integrazione con ceppi probiotici produttori di feruloil esterasi, come L. fermentum CRL1446, può migliorare notevolmente l’attività dell’esterasi intestinale e i parametri dello stress ossidativo dei topi integrati.

Nell’uomo, l’idrolisi degli esteri di idrossicinnamoile avviene prima nell’intestino tenue, principalmente ad opera delle esterasi della mucosa. Tuttavia, in molte fonti alimentari, come la crusca e l’aleurone, l’acido ferulico è principalmente legato in modo covalente agli arabinoxilani e ad altri polisaccaridi della parete cellulare in grado di resistere alla digestione nel tratto gastrointestinale superiore.

Nel complesso, molti tipi di interazioni tra polisaccaridi e batteri produttori di feruloil-esterasi possono verificarsi all’interno dell’ecologia microbica intestinale, arricchendo potenzialmente la diversità microbica e i metabolomi, inclusi SCFA e metaboliti fenolici. L’acido ferulico è un metabolita altamente biodisponibile che inibisce l’attivazione piastrinica, modula la segnalazione dell’insulina e riduce i sintomi della sindrome metabolica nei ratti diabetici. Imita molti degli effetti benefici di altri (poli)fenoli su cancro, malattie cardiovascolari e cognitive, tra gli altri.

Acido fenolico reduttasi

Le reduttasi dell’acido fenolico sono enzimi in grado di ridurre gli acidi idrossicinnamici e produrre acidi fenilpropionici sostituiti [acido floretico, acido 3-(3-idrossifenil) propionico (3-HPPA), acido diidrocaffeico e acido diidroferulico]. Questi metaboliti microbici del colon sono stati trovati nelle urine e nel plasma di soggetti a seguito di un’integrazione di una miscela di caffè verde e tostato come fonte di acidi idrossicinnamici. L’attività dell’acido fenolico reduttasi è stata riportata in L. fermentum, Latilactobacillus curvatus. L. reuteri, Furfurilactobacillus rossiae e L. plantarum.

I metaboliti derivati da polifenoli hanno proprietà antipiastriniche superiori rispetto ai composti parentali. Prevengono anche l’adesione endoteliale dei monociti e possono proteggere dalla disfunzione delle cellule beta pancreatiche in vitro.

Trasformazione dei glicosidi fenolici

α-L-ramnosidasi

Le α-L-ramnosidasi sono enzimi in grado di liberare agliconi e glucosio scindendo le α-L-ramnosi terminali presenti nelle molecole fenoliche glicosilate. Poiché l’intestino umano non possiede attività ramnosidasica, la stragrande maggioranza di questi glicosidi ramnosi rimane non assorbita e raggiunge il colon. In alcuni batteri probiotici è stata dimostrata la capacità di trasformare specifici glicosidi del ramnosio frequentemente presenti negli agrumi, come l’esperidina e la rutina.

I glicosidi dell’esperidina sono convertiti, tra gli altri, da ceppi di Levilactobacillus brevis, Lacticaseibacillus paracasei, L. acidophilus, Bifidobacterium animalis, Bifidobacterium breve, B. catenulatume Bifidobacterium pseudocatenulatum. Tuttavia, la capacità idrolizzante di queste specie è fortemente dipendente dal ceppo e varia a seconda della struttura del glicoside ramnosio. Ad esempio, la struttura della rutina è meno accessibile alle ramnosidasi batteriche e solo alcuni probiotici, come L. fermentum , possono degradarla in piccola parte. Inoltre, l’attività della ramnosidasi può essere influenzata da alcune fonti di carbonio e altri composti fenolici presenti nei terreni. In particolare, le α-L-ramnosidasi batteriche sono state stimolate da narcissina e ramnosio mentre inibite dal glucosio. Altri batteri produttori di ramnosidasi appartenenti a Lachnospiraceae, Enterobacteriaceae, Tannerellaceae ed Erysipelotricaceae , possono essere coinvolte nella trasformazione dei glicosidi del ramnosio, come la rutina alimentare.

β-glucosidasi

Le β-glucosidasi sono enzimi eterogenei e diffusi che consentono ai batteri di ottenere fonti di carbonio dal catabolismo dei glucosidi. I (poli)fenoli glucosidi, che si presentano principalmente come O -glucosidi (accoppiati con OH), sono deglicosilati dalle β-glucosidasi, determinando il rilascio di zuccheri e agliconi: una forma libera in cui i (poli)fenoli possono diffondersi passivamente attraverso i tessuti. I glicosidi C (CC-accoppiati) sono meno frequenti in natura e più difficili da degradare.

I dettagli della scissione del glicoside C da parte dei batteri intestinali sono stati recentemente esaminati da Wei et al. Le β-glucosidasi sono prodotte in risposta ad ambienti ricchi di glucosidi da diversi batteri intestinali come B. thetaiotaomicron, Bifidobacterium spp., Blautia producta, Erysipelatoclostridium ramosum, E. coli e L. plantarum Zyzelewicz et al. hanno recentemente riportato un aumento dell’attività cecale della β-glucosidasi nei ratti nutriti con un alto contenuto di grassi dopo un’integrazione con estratto di semi di cacao, indicando che la composizione della dieta può modulare questa attività enzimatica. Tuttavia, non è chiaro se questa attività indotta da (poli)fenoli derivi da cambiamenti di composizione del microbiota o da alterazioni della funzione del microbioma, poiché è stata valutata solo l’attività enzimatica.

Molti batteri lattici ( Streptococcus thermophilus, L. acidophilus, Lactobacillus delbrueckii ssp. bulgaricus ) sono anche in grado di produrre β-glucosidasi. A causa della loro sicurezza, questi batteri produttori di β-glucosidasi vengono utilizzati per aumentare la bioaccessibilità dei glucosidi fenolici durante la fermentazione alimentare. Un esempio è l’idrolisi del glucoside daidzin, contenuto nei semi di soia, nel suo aglicone daidzeina. Questo aglicone può essere ulteriormente convertito in equolo, un potente composto bioattivo, da quattro successivi enzimi (daidzeina reduttasi, diidrodaidzeina reduttasi, tetraidrodaidzeina reduttasi e diidrodaidzeina racemasi).

Oltre alle sue attività antitumorali, cardioprotettive e neuroprotettive, l’equolo ha attirato l’attenzione per la sua capacità di modulare i livelli di estrogeni, riducendo i sintomi della menopausa. Batteri intestinali che degradano i (poli)fenoli come Eggerthella spp. e alcuni ceppi di Adlercreutzia equolifaciens producono equolo dalla daidzeina aglicone. Questo meccanismo enzimatico è presente anche in specie probiotiche come B. breve, B. longum, Lactococcus garvieae e Lactobacillus intestinalis. Queste osservazioni hanno favorito l’emergere di strategie probiotiche e hanno portato a migliori risultati clinici nei non produttori di equolo.

Metaboliti benefici derivati dal polifenolo

I metaboliti fenolici microbici, come i loro composti nativi, possono esercitare attività antiossidanti, antiproliferative e antinfiammatorie. La produzione di questi metaboliti benefici dipende fortemente dalla produzione di PAZyme da parte del microbiota intestinale di ciascun individuo, un fenotipo cosiddetto metabotipo. Questo importante concetto è stato recentemente e attentamente rivisto altrove. In effetti, la nozione di diversi metabotipi spiegherebbe, in parte, le differenze interindividuali negli esiti di salute osservati dopo l’assunzione di (poli)fenolo. Pertanto, la presenza di batteri che degradano i (poli)fenoli nel microbiota intestinale è fondamentale per potenziare la bioattività dei (poli)fenoli parentali. Questo è il caso dei batteri che producono equolo dal daidzin, enterolattoni dai lignani, 8-prenil naringenina dallo xantumolo e urolitine dagli ellagitannini.

Si ritiene inoltre che la bioattività del PAC possa essere potenziata dai batteri intestinali per produrre isomeri attivi di valerolattoni. I fenil-γ-valerolattoni e i derivati dell’acido fenilvalerico, gli acidi 5-(3′,4′-diidrossifenil)-γ-valerolattone e gli acidi 4-idrossi-5-(3′,4′-diidrossifenil)-valerici sono flavan-3- ols derivati metaboliti dalla fermentazione fecale di PAC. Si ritiene che le successive reazioni di ossidazione producano acidi fenolici a basso peso molecolare come l’acido 3,4-diidrossifenilacetico e gli acidi idrossibenzoici.

Queste reazioni sono guidate da un repertorio enzimatico codificato da specie appartenenti a Coriobacteriaceae ( A. equolifaciens ), Lactobacillaceae ( L. plantarum ), Ruminococcaceae ( Flavonifractor plautii ) eEggerthellaceae ( E. lenta, Paraeggerthella, Gordonibacter e Slackia equolifaciens ).

La biodisponibilità e le potenziali bioattività dei valerolattoni sono molto attuali e al centro della ricerca recente. Infatti, è stato recentemente dimostrato che gli isomeri del valerolattone riducono l’adesione dei monociti nell’endotelio vascolare, prevenendo potenzialmente l’aterosclerosi. Questi metaboliti sembrano superare la barriera emato-encefalica e potrebbero quindi essere coinvolti negli effetti neuroprotettivi delle diete ricche di (poli)fenoli. Ovviamente, i cambiamenti nelle funzioni del microbiota intestinale possono avere ripercussioni sulla produzione o sulla degradazione di alcuni metaboliti, con effetti marcati sul benessere dell’ospite.

Gli studi hanno scoperto che il metabolismo xenobiotico del microbiota intestinale, in particolare legato ai (poli)fenoli, è associato a una ridotta infiammazione, promuovendo la salute intestinale nel contesto dell’obesità.

L’urolitina A, un metabolita derivato dalla degradazione degli ellagitannini, è considerato un biomarcatore del metabotipo associato a un ridotto rischio cardiometabolico. È degno di nota che le urolitine esercitano anche attività di rilevamento antimicrobico e anti-quorum, ad esempio, inibendo i lattoni N-acil omoserina (AHL), una molecola segnale QS coinvolta nella densità della popolazione cellulare e nella formazione del biofilm.

Infatti, le urolitine A e B possono alterare i livelli di espressione di geni criticamente coinvolti nella sintesi dei lattoni e nella motilità natatoria dell’enteropatogena Yersinia enterocolitica. I metaboliti dei (poli)fenoli derivati dalla dieta, come i loro composti progenitori, possono quindi esercitare effetti antimicrobici nel colon e sopprimere la colonizzazione di batteri opportunisti, contribuendo a ristabilire la disbiosi intestinale. Questa azione inibitoria sui batteri opportunisti, oltre ai cambiamenti indotti dai (poli)fenoli nella barriera intestinale e nelle risposte immunitarie, è anche un potenziale meccanismo che promuove indirettamente i batteri intestinali con benefici per la salute dell’ospite.

**Effetti simili ai prebiotici dei (poli)fenoli: Akkermansia come esempio tipico**

I (poli)fenoli possono indurre cambiamenti ecologici, cioè causare importanti cambiamenti nella struttura, nelle funzioni degli ecosistemi microbici che portano alla riconfigurazione di stati alternativi. In effetti, gli spostamenti indotti dai (poli)fenoli si manifestano in un raggruppamento di tipo enterotipico del microbiota intestinale. Ad esempio, utilizzando le ordinazioni CCA basate sulla composizione del microbiota intestinale, i topi sono stati nutriti con una dieta obesogenica integrata con (poli)fenoli di bacche o fibre raggruppate in un gruppo distinto. In questo caso, i topi obesi erano caratterizzati da un enterotipo Firmicutes/Ruminococcus arricchito in taxa Lachnospiraceae e Ruminococcaceae, noti per essere batteri opportunisti associati alla mucosa.

Al contrario, il microbiota intestinale dei topi nutriti con una polvere di mirtillo rosso (poli) ricca di fenoli si è raggruppata negli enterotipi contrastanti di Bacteroidetes / Muribaculaceae e Prevotella / Akkermansiaceae, che sono stati arricchiti in Eggerthellaceae, lactobacilli, Akkermansia e Lachnospiraceae _NKA136_group.

Oltre alla loro azione duplibiotica , questi importanti cambiamenti nel microbiota intestinale possono essere collegati agli effetti di tipo prebiotico dei (poli)fenoli nell’ambiente intestinale.

I polifenoli hanno quindi la capacità di:

1. liberare nicchie ecologiche ostacolando i potenziali patogeni opportunisti

2. ristabilire la normale funzione della barriera epiteliale della mucosa e la sua risposta immunologica

3. ridurre gli agenti ossidanti (specie reattive dell’ossigeno e radicali liberi)

Questi tre eventi favoriscono una maggiore abbondanza di batteri intestinali benefici che portano benefici per la salute dell’ospite, che sono alla base del loro effetto indiretto di tipo prebiotico. Un tipico esempio è il caso di A. muciniphila .

Prove sempre più numerose confermano l’impatto dei (poli)fenoli della dieta su A. muciniphila .

In particolare, è stato dimostrato che i (poli)fenoli dell’uva, i PAC della mela, l’EGCG, il puerarin, l’estratto di mirtillo rosso ricco di PAC di tipo A aumentano notevolmente la crescita di A. muciniphila e riducono la proporzione di Firmicutes rispetto a Bacteroidetes nei campioni cecali e fecali di animali , in associazione con un fenotipo metabolico dell’ospite migliorato.

Allo stesso modo, i composti polifenolici come l’acido clorogenico, l’acido caffeico, la quercetina, il resveratrolo, il trans-resveratrolo e il malvidina-3-galattoside hanno promosso l’ Akkermansia nel modello di topi C57BL6 con colite indotta da destrano solfato di sodio (DSS) e nei topi con cancro al fegato. Poiché non vi è alcuna prova precisa della capacità di produzione di PAZymes da parte di A. muciniphila di utilizzare i suddetti composti (poli) fenolici, questo effetto stimolante dovrebbe essere attribuito a un effetto di tipo prebiotico piuttosto che a uno prebiotico diretto.

In analogia al ben descritto effetto promotore degli antibiotici sull’Akkermansia , le fioriture indotte dai (poli)fenoli potrebbero essere un effetto collaterale dell’azione antimicrobica del (poli)fenolo, in aggiunta alla loro azione sulla sintesi di mucina da parte dell’epitelio intestinale.

Infatti, l’Akkermansia può adattarsi fisiologicamente e resistere agli antibiotici ad ampio spettro, conferendogli un vantaggio molecolare per colonizzare il colon. La resistenza ai fenoli, coniugata a una ridotta competizione da parte di microbi sensibili ai polifenoli, e la liberazione di nicchie ecologiche occupate da batteri opportunisti potrebbero spiegare la sua fioritura in presenza di polifenoli. Questo risultato è illustrato, ad esempio, dalla soppressione dell’abbondanza tassonomica e dell’attività dei batteri opportunisti che colonizzano la mucosa del colon come le specie Ruminococcus, che a loro volta riducono la competitività microbica e la capacità di crescita delle specie associate alla mucosa, come osservato con

A. muciniphila . Quest’ultimo ha una preferenza trofica per sfruttare le glicoproteine della mucina e abitare nicchie specializzate ricche di mucina, come l’epitelio ospite, dove partecipa a un dialogo simbiotico con il sistema immunitario.

I fattori che influenzano la secrezione di mucina e la glicosilazione, nonché l’omeostasi della mucosa hanno quindi un impatto importante sull’abbondanza di Akkermansia . In effetti, si osserva spesso una diminuzione di A. muciniphila nell’obesità e un’alterazione della barriera mucosa indotta dall’età. In questo senso, è stato dimostrato che i polifenoli rinforzano l’epitelio della mucosa aumentando le proteine della giunzione stretta, le cellule caliciformi che secernono muco e migliorando lo spessore del muco, tutti fattori che favoriscono una nicchia ecologica ottimale per far prosperare l’Akkermansia .

Un recente rapporto ha dimostrato un effetto di promozione selettiva della frazione ricca di PAC polimerici sull’abbondanza fecale di A. muciniphila nei topi alimentati con una dieta obesogenica, in concomitanza con un miglioramento dello spessore del muco del colon.

Di particolare interesse, un tale effetto modulatore microbico e l’esito sulla salute dell’ospite non sono stati riprodotti dalle fibre prive di PAC del mirtillo.

Vale la pena notare che anche i polifenoli possono aumentare la produzione di SCFA. Sebbene i meccanismi che spiegano questa produzione non siano ancora del tutto chiari, ciò può essere mediato dall’inibizione fisico-chimica dell’amilasi orale, che porta a un aumento della concentrazione di carboidrati complessi che raggiungono l’intestino o da un aumento dei batteri attraverso la riduzione delle molecole ossidative nell’ambiente intestinale.

La fermentazione dei polifenoli glicosilati che raggiungono l’intestino potrebbe anche rappresentare una fonte non trascurabile di carboidrati per diversi membri del microbiota, costituendo potenzialmente un percorso prebiotico polifenolico che porta alla produzione di SCFA. Non solo i (poli)fenoli possono favorire la produzione di SCFA, ma questi ultimi possono anche influenzare l’assorbimento dei metaboliti dei (poli)fenoli.

I substrati di (poli)fenolo e carboidrati possono potenziare ulteriori interazioni cooperative tra i batteri produttori di PAZymes e quelli che mostrano un’attività PAZymes minore o assente. Ciò è stato osservato da Rodriguez-Castano et al., che hanno valutato in un semplice modello di co-coltura le interazioni tra il simbionte intestinale B. thetaiotaomicron ed Eubacterium ramulus . Il primo simbionte intestinale ha un’ampia capacità di degradare i polisaccaridi complessi ma non è in grado di degradare il flavonoide quercetina, mentre il secondo è una specie che degrada la quercetina con una capacità limitata di scomporre i polisaccaridi.

Infatti, E. ramulus ha dimostrato di rispondere alla presenza di quercetina nella dieta umana.

In questo modello, l’aggiunta di amido ha aumentato l’attività di degradazione della quercetina di E. ramulus e la conseguente produzione di acido 3,4-diidrossifenilacetico, mentre alti livelli di butirrato sono stati significativamente indotti durante la co-coltura con B. thetaiotaomicron . Al contrario, quando entrambe le specie sono state coltivate individualmente in terreni arricchiti con amido e quercetina, non è stata osservata alcuna significativa degradazione della quercetina né produzione di butirrato. Quindi, il rilascio di glucosio e maltosio durante la fermentazione dell’amido da parte di B. thetaiotaomicrom ha alimentato, a sua volta, l’attività di degradazione della quercetina di E. ramulus. Tali interazioni trofiche aumentano la potenziale generazione di metaboliti bioattivi, come SCFA e metaboliti fenolici. In particolare, la produzione di metaboliti derivati dalla quercetina tra cui l’acido 3-(3,4-diidrossifenil) propionico, l’acido 3,4-diidrossifenilacetico, l’acido 3,4-diidrossibenzoico (cioè l’acido protocatecuico) e l’acido fenilacetico, può esercitare un ruolo potenziale nel miglioramento di un alterato metabolismo del glucosio.

Studio dei polifenoli come duplibiotici

Decifrare le complesse relazioni trofiche che si verificano nel microbiota intestinale in seguito al consumo di alimenti ricchi di (poli)fenoli è una sfida enorme. Gli approcci che coinvolgono microbioti semplificati o co-colture di consorzi microbici chiave con diverse attività metaboliche possono aiutare a decifrare il ruolo ecologico dei duplibiotici . Valutare il duplibioticol’attività di un (poli)fenolo richiede la determinazione sia della sua attività antimicrobica che dell’effetto prebiotico.

Verso una comprensione completa degli effetti dei polifenoli sul microbiota e sulla salute dell’ospite

La letteratura sostiene fortemente l’effetto benefico degli alimenti ricchi di polifenoli sulla composizione del microbiota intestinale, contribuendo al mantenimento dell’equilibrio energetico dell’ospite e alle risposte immunologiche della mucosa.

Abbiamo voluto mostrare i due meccanismi opposti dei (poli)fenoli che influenzano direttamente la composizione del microbiota: l’effetto antimicrobico e l’effetto prebiotico. Non tutti i polifenoli possono modulare il microbiota intestinale attraverso queste modalità di azione antagoniste; tuttavia, quando lo fanno, tali effetti non possono essere valutati separatamente.

A tale scopo, si vorrebbe introdurre il termine duplibiotico che descrive questa attività equivoca dei polifenoli sulla comunità microbica ed espande il loro potenziale oltre un effetto prebiotico sensu stricto considerando i loro effetti complessivi che potrebbero essere maggiori della somma delle loro parti.

Mentre l’effetto antimicrobico dei (poli)fenoli è stato ben descritto, il concetto di prebiotico è stato comunemente usato in modo improprio e non distinto dall’effetto di tipo prebiotico. Infatti, un’azione prebiotica (poli)fenolo viene spesso attribuita dopo aver osservato una stimolazione di batteri benefici intestinali senza confermare un utilizzo del composto fenolico, come denota la definizione prebiotica aggiornata da ISAPP.

Nella dichiarazione di consenso sull’argomento, l’ISAPP ha affermato che l’espressione “un substrato che è […] utilizzato” è stata scelta per il concetto di prebiotico per implicare “crescita attraverso il nutrimento”. Da questa prospettiva, abbiamo illustrato tre modi in cui i polifenoli sarebbero utilizzati dal microbiota e quindi eserciterebbero un vero e proprio effetto prebiotico: (1) come fonti di carbonio, (2) come accettori di elettroni, e (3) come generatori di una forza motrice protonica. Il primo scopo polifenolo si adatta all’utilizzo microbico convenzionale di prebiotici carboidrati ben documentati, ma gli ultimi due vanno oltre il concetto prebiotico rivisitato ISAPP includendo la produzione di energia, che è anche implicita nella nutrizione batterica.

Secondo tali considerazioni, pochissimi (poli)fenoli possono ancora essere considerati prebiotici.

Per illustrare il potenziale prebiotico dei (poli)fenoli, abbiamo descritto una selezione di PAZymes coinvolti nell’utilizzo microbico di questi composti. Questa abbreviazione PAZymes è stata utilizzata in questo documento per raggruppare e discutere gli enzimi associati ai (poli)fenoli.

In analogia con CAZymes, i PAZymes presentano somiglianze degne di nota, in quanto sono diversi e mirano a composti diversi, aventi rilevanza per la nutrizione e la salute. Da questa prospettiva, un’iniziativa per raggruppare PAZymes in database di sequenze, come fatto per CAZymes (cioè CAZypedia, CAZyDB), sarebbe di grande interesse.

Ciò faciliterebbe l’identificazione di nuovi PAZymes, nonché microrganismi che ospitano PAZymes accoppiando gli output di omics, inclusa la metagenomica. Approfondimenti sulle specie produttrici di PAZymes sono stati ottenuti da membri di Coribacteriaceae, Eggerthellaceae e Lactobacillae, che hanno la capacità di rilasciare metaboliti fenolici che possono avere un impatto sia sul microbiota commensale che sulla salute dell’ospite.

Qui, abbiamo esaminato il ruolo di diversi enzimi nella scomposizione di diverse classi (poli) fenoliche, tra cui tannasi, quercetinasi, feruloil esterasi, gallato decarbossilasi e acido fenolico reduttasi che supportano gli effetti prebiotici diretti dei (poli) fenoli sulle specie di lattobacilli e altri simbionti intestinali. L’identificazione di potenziali batteri probiotici che ospitano PAZymes è di grande interesse poiché promuoverebbe il rilascio di metaboliti fenolici bioattivi e probabilmente indurrebbe cambiamenti del metabotipo in individui non produttori.

Anche se sono stati compiuti notevoli progressi nell’identificazione degli enzimi batterici e dei geni coinvolti nel metabolismo dei (poli)fenoli, resta ancora molto da scoprire. Ad esempio, gli enzimi ei geni coinvolti nella scissione riduttiva dell’anello C degli isomeri della catechina e il conseguente rilascio di difenilpropan-2-olo non sono ancora stati scoperti.

È stato dimostrato che i ceppi di E. lenta, A. equolifaciens e L. plantarum sono coinvolti in queste trasformazioni. Allo stesso modo, i ceppi di F. plautii possono utilizzare i metaboliti del difenilpropan-2-olo, portando alla produzione di valerolattoni. L’identificazione dell’intero insieme di enzimi e geni coinvolti nel catabolismo della catechina è essenziale per individuare i consorzi batterici che favoriscono la produzione di valerolattoni. Un altro esempio rappresentativo che resta da studiare in modo più approfondito è l’identificazione di PAZymes produttori di urolitina e dei loro geni correlati.

La capacità di produrre urolitine dall’acido ellagico è stata finora descritta in Gordonibacter pamelaeae, Gordonibacter urolithinfaciens, Ellagibacter isourolithinifaciens e B. pseudocatenulatum INIA P815. In particolare, quest’ultimo ceppo produce urolitina A, ma la relativa attività enzimatica è apparentemente assente nella maggior parte dei ceppi di B. pseudocatenulatum. Quindi, l’identificazione precisa degli enzimi produttori di urolitina e dei geni correlati consentirebbe la scoperta di potenziali simbionti che potrebbero essere utilizzati come terapie in soggetti con metabotipi non produttori di urolitina (o produttori di basso urolitina A) al fine di favorire il rilascio di questi metaboliti antiobesità, antinfiammatori e neuroprotettivi.

Si suggerisce che il repertorio di PAZymes migliori l’idoneità di alcune specie benefiche, contribuendo non solo a disintossicare l’ambiente dei batteri, ma anche consentendo a questi microrganismi di accedere a fonti di carbonio (ad esempio, β-glucosidi) o favorendoli metabolicamente a produrre più ATP (ad esempio, gallato decarbossilasi o acido fenolico reduttasi).

Queste trasformazioni (poli) fenoliche dei batteri intestinali rilasciano una varietà di metaboliti microbici che, contrariamente ai grandi polimeri polifenolici, attraversano facilmente le membrane cellulari (attraverso permeazione passiva o trasporti attivi), raggiungono i tessuti bersaglio ed esercitano attività antinfiammatorie locali. Questi metaboliti derivati dai (poli)fenoli sono utili in quanto modulano potenzialmente il sistema immunitario ostacolando la crescita di batteri intestinali pro-infiammatori.

Certamente, questi risultati indotti dai metaboliti, come dimostrato per i loro composti progenitori, hanno un impatto sul microbiota intestinale generando cambiamenti ecologici. I cambiamenti indotti dal polifenolo nel microbioma (funzioni microbiche, composizione e ambiente intestinale) implicano non solo la natura duplibiotica di queste molecole, ma anche altri potenziali meccanismi di azione (ad es. agenti infiammatori e antiossidanti).

Riassunto

In futuro, il concetto di duplibiotico potrebbe essere esteso ad altri composti. Le piante producono oltre 100.000 metaboliti secondari destinati, tra le altre funzioni, a interagire con il proprio microbiota. Pertanto, non sarebbe sorprendente trovare nella dieta onnivora umana altri fitochimici che potrebbero esercitare un effetto antimicrobico o essere metabolizzati dal microbiota intestinale umano. Queste interazioni tra le molecole della pianta e il microbiota intestinale umano possono avere un impatto sia sulla composizione del microbiota che sulla sua attività, nonché sulla stessa salute umana. Già diversi alcaloidi vegetali come berberina e betalaina hanno dimostrato di esercitare azioni antimicrobiche e prebiotiche e potrebbero essere considerati duplibiotici .

Riferimenti scientifici:

1. Martin CR, Osadchiy V, Kalani A, Mayer EA. L’asse cervello-intestino-microbioma. Cell Mol Gastroenterol Hepatol. (2018) 6:133–48. doi: 10.1016/j.jcmgh.2018.04.003 2. Salem I, Ramser A, Isham N, Ghannoum MA. Il microbioma intestinale come principale regolatore dell’asse intestino-pelle. Microbiolo anteriore. (2018) 9:1459. doi: 10.3389/fmicb.2018.01459 3. Grosicki GJ, Fielding RA, Lustgarten MS. Il microbiota intestinale contribuisce ai cambiamenti legati all’età nella dimensione, composizione e funzione del muscolo scheletrico: basi biologiche per un asse muscolo-intestino. Calcif Tessuto Int. (2018) 102:433–42. doi: 10.1007/s00223-017-0345-5 4. Xiao H, Kang S. Il ruolo del microbioma intestinale nel bilancio energetico con particolare attenzione all’asse del tessuto adiposo intestinale. Genetta anteriore. (2020) 11:297. doi: 10.3389/fgene.2020.00297 5. Turnbaugh PJ, Ley RE, Mahowald MA, Magrini V, Mardis ER, Gordon JI. Un microbioma intestinale associato all’obesità con una maggiore capacità di raccolta di energia. Natura. (2006) 444:1027. doi: 10.1038/nature05414 6. Liu W, Zhang R, Shu R, Yu J, Li H, Long H, et al. Studio della relazione tra microbioma e suscettibilità al cancro del colon-retto utilizzando il sequenziamento del 16SrRNA. Biomed Res Int. (2020) 2020:1–17. doi: 10.1155/2020/7828392 7. Philip P, Sagaspe P, Taillard J, Mandon C, Constans J, Pourtau L, et al. L’assunzione acuta di un estratto ricco di polifenoli di uva e mirtillo migliora le prestazioni cognitive in giovani adulti sani durante uno sforzo cognitivo sostenuto. Antiossidanti. (2019) 8:650. doi: 10.3390/antiox8120650 8. Alexander M, Turnbaugh PJ. Meccanismi di decostruzione delle interazioni dieta-microbioma-immunità. Immunità. (2020) 53:264–76. doi: 10.1016/j.immuni.2020.07.015 9. Koh A, De Vadder F, Kovatcheva-Datchary P, Backhed F. Dalla fibra alimentare alla fisiologia dell’ospite: acidi grassi a catena corta come metaboliti batterici chiave. Cellula. (2016) 165:1332–45. doi: 10.1016/j.cell.2016.05.041 10. Landete JM, Curiel JA, Rodríguez H, de las Rivas B, Muñoz R. Le aril glicosidasi del Lactobacillus plantarum aumentano l’attività antiossidante dei composti fenolici. J Funzione cibo. (2014) 7:322–9. doi: 10.1016/j.jff.2014.01.028 11. Rodriguez-Castano GP, Dorris MR, Liu X, Bolling BW, Acosta-Gonzalez A, Rey FE. L’utilizzo dell’amido di Bacteroides thetaiotaomicron promuove la degradazione della quercetina e la produzione di butirrato da parte di Eubacterium ramulus . Front Microbiol (2019) 10:1145. doi: 10.3389/fmicb.2019.01145 12. Gibson GR, Hutkins R, Sanders ME, Prescott SL, Reimer RA, Salminen SJ, et al. Documento di consenso degli esperti: dichiarazione di consenso dell’Associazione scientifica internazionale per i probiotici e i prebiotici (ISAPP) sulla definizione e l’ambito dei prebiotici. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. (2017) 14:491–502. doi: 10.1038/nrgastro.2017.75 13. CliffordMN. Fenoli derivati dalla dieta nel plasma e nei tessuti e le loro implicazioni per la salute. Planta Med. (2004) 70:1103–14. doi: 10.1055/s-2004-835835 14. Masumoto S, Terao A, Yamamoto Y, Mukai T, Miura T, Shoji T. Le procianidine della mela non assorbibili prevengono l’obesità associata ai cambiamenti microbici e metabolomici dell’intestino. Sci Rep-uk. (2016) 6:31208. doi: 10.1038/srep31208 15. Moreno-Indias I, Sanchez-Alcoholado L, Perez-Martinez P, Andres-Lacueva C, Cardona F, Tinahones F, et al. I polifenoli del vino rosso modulano il microbiota fecale e riducono i marcatori della sindrome metabolica nei pazienti obesi. Funzione alimentare (2016) 7:1775–87. doi: 10.1039/C5FO00886G 16. Roopchand DE, Carmody RN, Kuhn P, Moskal K, Rojas-Silva P, Turnbaugh PJ, et al. I polifenoli della dieta promuovono la crescita del batterio intestinale Akkermansia muciniphila e attenuano la sindrome metabolica indotta da una dieta ricca di grassi. Diabete. (2015) 64:2847–58. doi: 10.2337/db14-1916 17. Anhe FF, Roy D, Pilon G, Dudonne S, Matamoros S, Varin TV, et al. Un estratto di mirtillo rosso ricco di polifenoli protegge dall’obesità indotta dalla dieta, dall’insulino-resistenza e dall’infiammazione intestinale in associazione con l’aumento di Akkermansia spp. popolazione nel microbiota intestinale dei topi. Intestino. (2015) 64:872–83. doi: 10.1136/gutjnl-2014-307142 18. Liu YC, Li XY, Shen L. Effetto di modulazione del consumo di tè sul microbiota intestinale. Appl Microbiol Biotechnol. (2020) 104:981–7. doi: 10.1007/s00253-019-10306-2 19. Rodriguez-Daza MC, Daoust L, Boutkrabt L, Pilon G, Varin T, Dudonne S, et al. Le proantocianidine del mirtillo selvatico modellano un distinto profilo del microbiota intestinale e influenzano l’omeostasi del glucosio e i fenotipi intestinali nei topi nutriti con alto contenuto di grassi e saccarosio. Sci Rep. (2020) 10:2217. doi: 10.1038/s41598-020-58863-1 20. Gonzalez-Sarrias A, Romo-Vaquero M, Garcia-Villalba R, Cortes-Martin A, Selma MV, Espin JC. La proteina legante il lipopolisaccaride marcatore di endotossiemia è ridotta nei soggetti obesi in sovrappeso che consumano estratto di melograno modulando il microbiota intestinale: uno studio clinico randomizzato. Mol Nutr Food Res. (2018) 62:e1800160. doi: 10.1002/mnfr.201800160 21. Arumugam M, Raes J, Pelletier E, Le Paslier D, Yamada T, Mende DR, et al. Enterotipi del microbioma intestinale umano. Natura. (2011) 473:174–80. doi: 10.1038/natura09944 22. Ley RE, Hamady M, Lozupone C, Turnbaugh PJ, Ramey RR, Bircher JS, et al. Evoluzione dei mammiferi e dei loro microbi intestinali. Scienza. (2008) 320:1647–51. doi: 10.1126/scienza.1155725 23. Shin NR, Whon TW, Bae JW. Proteobatteri: firma microbica della disbiosi nel microbiota intestinale. Tendenze Biotecnol. (2015) 33:496–503. doi: 10.1016/j.tibtech.2015.06.011 24. Liu R, Hong J, Xu X, Feng Q, Zhang D, Gu Y, et al. Alterazioni del microbioma intestinale e del metaboloma sierico nell’obesità e dopo intervento per la perdita di peso. Nat Med. (2017) 23:859–68. doi: 10.1038/nm.4358 25. Backhed F, Manchester JK, Semenkovich CF, Gordon JI. Meccanismi alla base della resistenza all’obesità indotta dalla dieta nei topi privi di germi. Proc Natl Acad Sci USA. (2007) 104:979–84. doi: 10.1073/pnas.0605374104 26. Beaumont M, Goodrich JK, Jackson MA, Yet I, Davenport ER, Vieira-Silva S, et al. I componenti ereditari del microbioma fecale umano sono associati al grasso viscerale. Genoma Biol. (2016) 17:189. doi: 10.1186/s13059-016-1052-7 27. Reveron I, de las Rivas B, Matesanz R, Munoz R, Lopez de Felipe F. Adattamento molecolare del Lactobacillus plantarum WCFS1 all’acido gallico rivelato dalla firma trascrittomica su scala genomica e dall’analisi fisiologica. Fatto di cellule microbiche. (2015) 14:160. doi: 10.1186/s12934-015-0345-e 28. Filannino P, Gobbetti M, De Angelis M, Di Cagno R. Acidi idrossicinnamici usati come accettori esterni di elettroni: un vantaggio energetico per batteri lattici strettamente eterofermentativi. Appl Ambiente Microbiol. (2014) 80:7574–82. doi: 10.1128/AEM.02413-14 29. Zhu B, Wang X, Li L. Microbioma intestinale umano: il secondo genoma del corpo umano. Cellula proteica. (2010) 1:718–25. doi: 10.1007/s13238-010-0093-z 30. Whitman WB, Oren A, Chuvochina M, da Costa MS, Garrity GM, Rainey FA, et al. Proposta del suffisso – ota per denotare phyla. Addendum alla ‘Proposta di includere il rango di phylum nel Codice Internazionale di Nomenclatura dei Procarioti’. Int J Syst Evol Microbiol. (2018) 68:967–9. doi: 10.1099/ijsem.0.002593 31. Graham C, Mullen A, Whelan K. Obesità e microbiota gastrointestinale: una rassegna di associazioni e meccanismi. Nutr Rev. (2015) 73:376–85. doi: 10.1093/nutrit/nuv004 32. Chang CJ, Lin TL, Tsai YL, Wu TR, Lai WF, Lu CC, et al. Probiotici di nuova generazione nel miglioramento della malattia. J cibo droga anale. (2019) 27:615–22. doi: 10.1016/j.jfda.2018.12.011 33. Shin J, Noh JR, Chang DH, Kim YH, Kim MH, Lee ES, et al. Chiarimento dei tratti probiotici di Akkermansia muciniphila guidati dall’esaurimento della mucina. Microbiolo anteriore. (2019) 10:1137. doi: 10.3389/fmicb.2019.01137 34. Rastelli M, Cani PD, Knauf C. Il microbioma intestinale influenza le funzioni endocrine dell’ospite. Endocr Rev. (2019) 40:1271–84. doi: 10.1210/er.2018-00280 35. Tap J, Furet JP, Bensaada M, Philippe C, Roth H, Rabot S, et al. La ricchezza del microbiota intestinale promuove la sua stabilità in seguito all’aumento dell’assunzione di fibre alimentari negli adulti sani. Ambiente microbiolo. (2015) 17:4954–64. doi: 10.1111/1462-2920.13006 36. Qin J, Li R, Raes J, Arumugam M, Burgdorf KS, Manichanh C, et al. Un catalogo di geni microbici dell’intestino umano stabilito dal sequenziamento metagenomico. Natura. (2010) 464:59–65. doi: 10.1038/natura08821 37. Williams BA, Grant LJ, Gidley MJ, Mikkelsen D. Fermentazione intestinale delle fibre alimentari: fisico-chimica delle pareti delle cellule vegetali e implicazioni per la salute. Int J Mol Sci. (2017) 18:2203. doi: 10.3390/ijms18102203 38. McCarville JL, Chen GY, Cuevas VD, Troha K, Ayres JS. Metaboliti del microbiota in salute e malattia. Annu Rev Immunol. (2020) 38:147–70. doi: 10.1146/annurev-immunol-071219-125715 39. Delzenne NM, Cani PD, Everard A, Neyrinck AM, Bindels LB. Microrganismi intestinali come bersagli promettenti per la gestione del diabete di tipo 2. Diabetologia. (2015) 58:2206–17. doi: 10.1007/s00125-015-3712-7 40. Holscher HD. Fibra alimentare e prebiotici e microbiota gastrointestinale. Microbi intestinali. (2017) 8:172–84. doi: 10.1080/19490976.2017.1290756 41. Donohoe DR, Garge N, Zhang X, Sun W, O’Connell TM, Bunger MK, et al. Il microbioma e il butirrato regolano il metabolismo energetico e l’autofagia nel colon dei mammiferi. Cell Metab. (2011) 13:517–26. doi: 10.1016/j.cmet.2011.02.018 42. Yan H, Ajuwon KM. Il butirrato modifica la funzione della barriera intestinale nelle cellule IPEC-J2 attraverso una sovraregolazione selettiva delle proteine della giunzione stretta e l’attivazione della via di segnalazione Akt. PLOS UNO. (2017) 12:e0179586. doi: 10.1371/journal.pone.0179586 43. Cortes-Martin A, Selma MV, Tomas-Barberan FA, Gonzalez-Sarrias A, Espin JC. Dove guardare nel puzzle dei polifenoli e della salute? I postbiotici e il microbiota intestinale associati ai metabotipi umani. Mol Nutr Food Res. (2020) 64:e1900952. doi: 10.1002/mnfr.201900952 44. Saito Y, Sato T, Nomoto K, Tsuji H. Identificazione di batteri intestinali produttori di fenolo e p-cresolo utilizzando supporti integrati con tirosina e suoi metaboliti. FEMS Microbiol Ecol. (2018) 94:1–11. doi: 10.1093/femsec/fiy125 45. Jung C, Hugot JP, cerotti di Barreau F. Peyer: i sensori immunitari dell’intestino. Int J Infiamma. (2010) 2010:823710. doi: 10.4061/2010/823710 46. Lavelle EC, Murphy C, O’Neill LA, Creagh EM. Il ruolo di TLR, NLR e RLR nell’immunità innata e nell’omeostasi della mucosa. Immunolo mucoso. (2010) 3:17–28. doi: 10.1038/mi.2009.124 47. Wilkins LJ, Monga M, Miller AW. Definizione di disbiosi per un gruppo di malattie croniche. Sci Rep. (2019) 9:12918. doi: 10.1038/s41598-019-49452-e 48. Ridaura VK, Faith JJ, Rey FE, Cheng J, Duncan AE, Kau AL, et al. Il microbiota intestinale di gemelli discordanti per l’obesità modula il metabolismo nei topi Scienza. (2013) 341:1241214. doi: 10.1126/scienza.1241214 49. Backhed F, Ding H, Wang T, Hooper LV, Koh GY, Nagy A, et al. Il microbiota intestinale come fattore ambientale che regola l’accumulo di grasso. Proc Natl Acad Sci USA. (2004) 101:15718–23. doi: 10.1073/pnas.0407076101 50. Sheng K, He S, Sun M, Zhang G, Kong X, Wang J, et al. L’integrazione simbiotica contenente Bifidobacterium infantis e xilooligosaccaridi allevia la colite ulcerosa indotta da destrano solfato di sodio. Funzione alimentare (2020) 11:3964–74. doi: 10.1039/D0FO00518E 51. Fang C, Kim H, Yanagisawa L, Bennett W, Sirven MA, Alaniz RC, et al. Gallotannini e Lactobacillus plantarum WCFS1 mitigano l’infiammazione indotta da una dieta ricca di grassi e inducono biomarcatori per la termogenesi nel tessuto adiposo nei topi gnotobiotici. Mol Nutr Food Res. (2019) 63:e1800937. doi: 10.1002/mnfr.201800937 52. Cano PG, Santacruz A, Trejo FM, Sanz Y. Bifidobacterium CECT 7765 migliora le alterazioni metaboliche e immunologiche associate all’obesità nei topi nutriti con una dieta ricca di grassi. Obesità. (2013) 21:2310–21. doi: 10.1002/oby.20330 53. Minami J, Kondo S, Yanagisawa N, Odamaki T, Xiao JZ, Abe F, et al. La somministrazione orale di Bifidobacterium breve B-3 modifica le funzioni metaboliche negli adulti con tendenze obese in uno studio controllato randomizzato. J Nutr Sci. (2015) 4:e17. doi: 10.1017/jns.2015.5 54. Naito Y, Uchiyama K, Takagi T. Un microbo benefico di nuova generazione: Akkermansia muciniphila . J Clin Biochem Nutr (2018) 63:33–5. doi: 10.3164/jcbn.18-57 55. Zhang T, Li Q, Cheng L, Buch H, Zhang F. Akkermansia muciniphila è un promettente probiotico. Microb Biotecnol. (2019) 12:1109–25. doi: 10.1111/1751-7915.13410 56. Leylabadlo HE, Ghotaslou R, Feizabadi MM, Farajnia S, Moaddab SY, Ganbarov K, et al. Il ruolo critico di Faecalibacterium prausnitzii nella salute umana: una panoramica. Microbo patogeno. (2020) 149:104344. doi: 10.1016/j.micpath.2020.104344 57. Ranjan R, Rani A, Finn PW, Perkins DL. Le strategie multiomiche rivelano diversità e importanti aspetti funzionali del microbioma intestinale umano. Biomed Res Int. (2018) 2018:6074918. doi: 10.1155/2018/6074918 58. Zhang C, Zhang M, Wang S, Han R, Cao Y, Hua W, et al. Interazioni tra microbiota intestinale, genetica dell’ospite e dieta rilevanti per lo sviluppo di sindromi metaboliche nei topi. ISME J. (2009) 4:232–41. doi: 10.1038/ismej.2009.112 59. Zeng H, Ishaq SL, Liu Z, Bukowski MR. La formazione di cripte aberranti del colon accompagna un aumento di batteri patogeni opportunistici nei topi C57BL/6 alimentati con una dieta ricca di grassi. J Nutr Biochem. (2018) 54:18–27. doi: 10.1016/j.jnutbio.2017.11.001 60. Turnbaugh PJ, Hamady M, Yatsunenko T, Cantarel BL, Duncan A, Ley RE, et al. Un microbioma intestinale centrale nei gemelli obesi e magri. Natura. (2009) 457:480–4. doi: 10.1038/natura07540 61. de la Cuesta-Zuluaga J, Corrales-Agudelo V, Velasquez-Mejia EP, Carmona JA, Abad JM, Escobar JS. Il microbiota intestinale è associato all’obesità e alle malattie cardiometaboliche in una popolazione nel mezzo dell’occidentalizzazione. Sci Rep. (2018) 8:11356. doi: 10.1038/s41598-018-29687-x 62. Singla RK, Dubey AK, Garg A, Sharma RK, Fiorino M, Ameen SM, et al. Polifenoli naturali: classificazione chimica, definizione di classi, sottocategorie e strutture. J AOAC Int. (2019) 102:1397–400. doi: 10.5740/jaoacint.19-0133 63. Durazzo A, Lucarini M, Souto EB, Cicala C, Caiazzo E, Izzo AA, et al. Polifenoli: una breve panoramica sulla chimica, l’occorrenza e la salute umana. Phytother Res. (2019) 33:2221–43. doi: 10.1002/ptr.6419 64. van der Lugt B, van Beek AA, Aalvink S, Meijer B, Sovran B, Vermeij WP, et al. Akkermansia muciniphila migliora il declino correlato all’età nello spessore del muco del colon e attenua l’attivazione immunitaria nei topi Ercc1 (-/Delta7) con invecchiamento accelerato. Invecchiamento immunitario. (2019) 16:6. doi: 10.1186/s12979-019-0145-z 65. Wrzosek L, Miquel S, Noordine ML, Bouet S, Joncquel Chevalier-Curt M, Robert V, et al. Bacteroides thetaiotaomicron e Faecalibacterium prausnitzii influenzano la produzione di glicani del muco e lo sviluppo di cellule caliciformi nell’epitelio del colon di un roditore modello gnotobiotico. BMC Biol. (2013) 11:61. doi: 10.1186/1741-7007-11-61 66. Collins B, Hoffman J, Martinez K, Grace M, Lila MA, Cockrell C, et al. Una frazione ricca di polifenoli ottenuta dall’uva da tavola riduce l’adiposità, l’insulino-resistenza e i marcatori di infiammazione e influisce sul microbiota intestinale nei topi alimentati ad alto contenuto di grassi. J Nutr Biochem. (2016) 31:150–65. doi: 10.1016/j.jnutbio.2015.12.021 67. Wan ML, Ling KH, Wang MF, El-Nezami H. Il polifenolo epigallocatechina-3-gallato del tè verde migliora la funzione di barriera epiteliale inducendo la produzione del peptide antimicrobico pBD-1 e pBD-2 in monostrati di IPEC epiteliale intestinale suina- cellule J2. Mol Nutr Food Res. (2016) 60:1048–58. doi: 10.1002/mnfr.201500992 68. Camere KF, Day PE, Aboufarrag HT, Kroon PA. Effetti dei polifenoli sul metabolismo del colesterolo attraverso la biosintesi degli acidi biliari, CYP7A1: una revisione. Nutrienti. (2019) 11:2588. doi: 10.3390/nu11112588 69. Anhe FF, Nachbar RT, Varin TV, Trottier J, Dudonne S, Le Barz M, et al. Il trattamento con camu camu ( Myrciaria dubia ) previene l’obesità alterando il microbiota intestinale e aumentando il dispendio energetico nei topi obesi indotti dalla dieta. Intestino. (2019) 68:453–64. doi: 10.1136/gutjnl-2017-315565 70. Pierre JF, Heneghan AF, Feliciano RP, Shanmuganayagam D, Krueger CG, Reed JD, et al. Le proantocianidine del mirtillo rosso migliorano le sIgA intestinali durante la nutrizione enterale elementare. JPEN J Parenter Enteral Nutr. (2014) 38:107–14. doi: 10.1177/0148607112473654 71. Firrman J, Liu L, Argoty GA, Zhang L, Tomasula P, Wang M, et al. Analisi dei cambiamenti temporali nella crescita e nell’espressione genica per i microbi intestinali commensali in risposta al polifenolo naringenina. Analisi del microbiolo. (2018) 11:1178636118775100. doi: 10.1177/1178636118775100 72. Lacombe A, Li RW, Klimis-Zacas D, Kristo AS, Tadepalli S, Krauss E, et al. I mirtilli selvatici Lowbush hanno il potenziale per modificare il microbiota intestinale e il metabolismo xenobiotico nel colon del ratto. PLOS UNO. (2013) 8:e67497. doi: 10.1371/journal.pone.0067497 73. Alvarez-Martinez FJ, Barrajon-Catalan E, Encinar JA, Rodriguez-Diaz JC, Micol V. Capacità antimicrobica dei polifenoli vegetali contro i batteri Gram-positivi: una revisione completa. Curr Med Chem. (2020) 27:2576–606. doi: 10.2174/0929867325666181008115650 74. Cheng M, Zhang X, Zhu J, Cheng L, Cao J, Wu Z, et al. Un approccio di metagenomica alla struttura e alla funzione del microbioma intestinale nei topi con obesità indotta da una dieta ricca di grassi alimentati con polifenoli del tè oolong. Funzione alimentare (2018) 9:1079–87. doi: 10.1039/C7FO01570D 75. Daglia M. Polifenoli come agenti antimicrobici. Curr Opin Biotechnol. (2012) 23:174–81. doi: 10.1016/j.copbio.2011.08.007 76. Makarewicz M, Drozdz I, Tarko T, Duda-Chodak A. Le interazioni tra polifenoli e microrganismi, in particolare il microbiota intestinale. Antiossidanti. (2021) 10:188. doi: 10.3390/antiox10020188 77. Maisuria VB, Los Santos YL, Tufenkji N, Deziel E. Le proantocianidine derivate dal mirtillo rosso compromettono la virulenza e inibiscono il quorum sensing di Pseudomonas aeruginosa . Sci Rep (2016) 6:30169. doi: 10.1038/srep30169 78. Vikram A, Jayaprakasha GK, Jesudhasan PR, Pillai SD, Patil BS. Soppressione della segnalazione cellula-cellula batterica, formazione di biofilm e sistema di secrezione di tipo III da flavonoidi di agrumi. J Appl microbiolo. (2010) 109:515–27. doi: 10.1111/j.1365-2672.2010.04677.x 79. Smith AH, Zoetendal E, Mackie RI. Meccanismi batterici per superare gli effetti inibitori dei tannini alimentari. Microbo Ecol. (2005) 50:197–205. doi: 10.1007/s00248-004-0180-x 80. Engels C, Knodler M, Zhao YY, Carle R, Ganzle MG, Schieber A. Attività antimicrobica dei gallotannini isolati dai chicchi di mango ( Mangifera indica L.). J Agric Food Chem. (2009) 57:7712–8. doi: 10.1021/jf901621m 81. Maurice CF, Haiser HJ, Turnbaugh PJ. Gli xenobiotici modellano la fisiologia e l’espressione genica del microbioma intestinale umano attivo. Cellula. (2013) 152:39–50. doi: 10.1016/j.cell.2012.10.052 82. Firrman J, Liu L, Zhang L, Arango Argoty G, Wang M, Tomasula P, et al. L’effetto della quercetina sull’espressione genetica dei microbi intestinali commensali Bifidobacterium catenulatum, Enterococcus caccae e Ruminococcus gauvreauii . Anaerobio (2016) 42:130–41. doi: 10.1016/j.anaerobe.2016.10.004 83. Wu VC, Qiu X, de los Reyes BG, Lin CS, Pan Y. Applicazione di concentrato di mirtillo rosso ( Vaccinium macrocarpon ) per controllare Escherichia coli O157:H7 nella carne macinata e il suo meccanismo antimicrobico correlato a slp, hdeA e cfa sottoregolati . Microbiolo alimentare. (2009) 26:32–8. doi: 10.1016/j.fm.2008.07.014 84. Das Q, Lepp D, Yin X, Ross K, McCallum JL, Warriner K, et al. Profilazione trascrizionale di Salmonella enterica serovar Enteritidis esposta all’estratto etanolico di sansa di mirtillo biologico. PLOS UNO. (2019) 14:e0219163. doi: 10.1371/journal.pone.0219163 85. Vadekeetil A, Alexandar V, Chhibber S, Harjai K. Effetto adiuvante della frazione attiva di proantocianidina di mirtillo rosso sulla proprietà antivirulenta della ciprofloxacina contro Pseudomonas aeruginosa . Microb Pathog (2016) 90:98–103. doi: 10.1016/j.micpath.2015.11.024 86. Ulrey RK, Barksdale SM, Zhou W, van Hoek ML. Le proantocianidine del mirtillo hanno proprietà anti-biofilm contro Pseudomonas aeruginosa . BMC Complement Altern Med (2014) 14:499. doi: 10.1186/1472-6882-14-499 87. Sanchez-Patan F, Tabasco R, Monagas M, Requena T, Pelaez C, Moreno-Arribas MV, et al. Capacità del Lactobacillus plantarum IFPL935 di catabolizzare i composti flavan-3-olo e gli estratti fenolici complessi. J Agric Food Chem. (2012) 60:7142–51. doi: 10.1021/jf3006867 88. Takagaki A, Nanjo F. Biotrasformazione di (-)-epicatechina, (+)-epicatechina, (-)-catechina e (+)-catechina da parte di batteri intestinali coinvolti nel metabolismo degli isoflavoni. Biol Pharma Toro. (2015) 80:1–4. doi: 10.1080/09168451.2015.1079480 89. Takagaki A, Kato Y, Nanjo F. Isolamento e caratterizzazione dei batteri intestinali di ratto coinvolti nella biotrasformazione di (-) – epigallocatechina. Microbiolo dell’arco. (2014) 196:681–95. doi: 10.1007/s00203-014-1006-y 90. Pacheco-Ordaz R, Wall-Medrano A, Goni MG, Ramos-Clamont-Montfort G, Ayala-Zavala JF, Gonzalez-Aguilar GA. Effetto dei composti fenolici sulla crescita di batteri probiotici e patogeni selezionati. Lett Appl Microbiol. (2018) 66:25–31. doi: 10.1111/lam.12814 91. Li S, Chen L, Yang T, Wu Q, Lv Z, Xie B, et al. Aumento dell’attività antiossidante degli estratti di procianidina dal pericarpo di scarti di lavorazione di Litchi chinensis mediante bioconversioni di due batteri probiotici. J Agric Food Chem. (2013) 61:2506–12. doi: 10.1021/jf305213e 92. Dey P, Olmstead BD, Sasaki GY, Vodovotz Y, Yu Z, Bruno RS. L’epigallocatechina gallato ma non la catechina previene la steatoepatite non alcolica nei topi simile all’estratto di tè verde mentre colpisce in modo differenziale il microbiota intestinale. J Nutr Biochem. (2020) 84:108455. doi: 10.1016/j.jnutbio.2020.108455 93. Selma MV, Beltran D, Garcia-Villalba R, Espin JC, Tomas-Barberan FA. Descrizione della capacità di produzione di urolitina dall’acido ellagico di due specie di Gordonibacter intestinale umano . Funzione alimentare (2014) 5:1779–84. doi: 10.1039/C4FO00092G 94. Beltran D, Romo-Vaquero M, Espin JC, Tomas-Barberan FA, Selma MV. Ellagibacter isourolithinifaciens gen. nov., sp. nov. , un nuovo membro della famiglia Eggerthellaceae, isolato dall’intestino umano. Int J Syst Evol Microbiol. (2018) 68:1707–12. doi: 10.1099/ijsem.0.002735 95. Gaya P, Peirotén Á, Medina M, Álvarez I, Landete JM. Bifidobacterium pseudocatenulatum INIA P815: Il primo batterio in grado di produrre urolitine A e B dall’acido ellagico. J Funzione cibo. (2018) 45:95–9. doi: 10.1016/j.jff.2018.03.040 96. Bialonska D, Kasimsetty SG, Schrader KK, Ferreira D. L’effetto dei sottoprodotti del melograno ( Punica granatum L.) e degli ellagitannini sulla crescita dei batteri intestinali umani. J Agric Food Chem. (2009) 57:8344–9. doi: 10.1021/jf901931b 97. Anitha P, Priyadarsini RV, Kavitha K, Thiyagarajan P, Nagini S. L’acido ellagico attenua in modo coordinato le vie di segnalazione Wnt/beta-catenina e NF-kappaB per indurre l’apoptosi intrinseca in un modello animale di oncogenesi orale. Eur J Nutr. (2013) 52:75–84. doi: 10.1007/s00394-011-0288-e 98. Atessahin A, Ceribasi AO, Yuce A, Bulmus O, Cikim G. Ruolo dell’acido ellagico contro la nefrotossicità indotta da cisplatino e lo stress ossidativo nei ratti. Base Clin Pharmacol Toxicol. (2007) 100:121–6. doi: 10.1111/j.1742-7843.2007.00060.x 99. Kelly SM, O’Callaghan J, Kinsella M, van Sinderen D. Caratterizzazione di un’esterasi dell’acido idrossicinnamico dal Bifidobacterium longum subsp. taxon longum. Microbiolo anteriore. (2018) 9:2690. doi: 10.3389/fmicb.2018.02690 100. Fritsch C, Jansch A, Ehrmann MA, Toelstede S, Vogel RF. Caratterizzazione di cinnamoil esterasi da diversi Lattobacilli e Bifidobatteri. Curr Microbiol. (2017) 74:247–56. doi: 10.1007/s00284-016-1182-x 101. Esteban-Torres M, Reveron I, Santamaria L, Mancheno JM, de Las Rivas B, Munoz R. Gli enzimi Lp_3561 e Lp_3562 supportano un processo di divergenza funzionale nel toolkit lipasi/esterasi di Lactobacillus plantarum . Front Microbiol (2016) 7:1118. doi: 10.3389/fmicb.2016.01118 102. Liu Z, Ma Z, Zhang H, Summah BS, Liu H, An D, et al. L’acido ferulico aumenta il Lactobacillus intestinale e migliora la funzione cardiaca nei topi TAC. Farmacotera biomedica. (2019) 120:109482. doi: 10.1016/j.biopha.2019.109482 103. Osawa R, Kuroiso K, Goto S, Shimizu A. Isolamento di lattobacilli che degradano il tannino da esseri umani e alimenti fermentati. Appl Ambiente Microbiol. (2000) 66:3093–7. doi: 10.1128/AEM.66.7.3093-3097.2000 104. Braune A, Gutschow M, Engst W, Blaut M. Degradazione di quercetina e luteolina da parte di Eubacterium ramulus . Appl Environ Microbiol (2001) 67:5558–67. doi: 10.1128/AEM.67.12.5558-5567.2001 105. Doan KV, Ko CM, Kinyua AW, Yang DJ, Choi YH, Oh IY, et al. L’acido gallico regola il peso corporeo e l’omeostasi del glucosio attraverso l’attivazione dell’AMPK. Endocrinologia. (2015) 156:157–68. doi: 10.1210/en.2014-1354 106. Li Y, Xie Z, Gao T, Li L, Chen Y, Xiao D, et al. Una visione olistica dell’attenuazione indotta dall’acido gallico nella colite basata sull’analisi del microbioma-metabolomica. Funzione alimentare (2019) 10:4046–61. doi: 10.1039/C9FO00213H 107. Ulbrich K, Reichardt N, Braune A, Kroh LW, Blaut M, Rohn S. La degradazione microbica dei glucosidi di flavonolo di cipolla e dei loro prodotti di tostatura da parte dei batteri intestinali umani Eubacterium ramulus e Flavonifractor plautii . Ricerca alimentare internazionale (2015) 67: 349–55. doi: 10.1016/j.foodres.2014.11.051 108. Neyrinck AM, Van Hee VF, Bindels LB, De Backer F, Cani PD, Delzenne NM. L’estratto ricco di polifenoli della buccia di melograno allevia l’infiammazione dei tessuti e l’ipercolesterolemia nei topi obesi indotti da una dieta ricca di grassi: potenziale implicazione del microbiota intestinale. Br J Nutr. (2013) 109:802–9. doi: 10.1017/S0007114512002206 109. Mueller M, Zartl B, Schleritzko A, Stenzl M, Viernstein H, Unger FM. Attività ramnosidasica di probiotici selezionati e loro capacità di idrolizzare i ramnoglucosidi flavonoidi. Bioprocesso Biosyst Ing. (2018) 41:221–8. doi: 10.1007/s00449-017-1860-5 110. Alapont CdG, Garcia-Domenech R, Gálvez J, Ros MJ, Wolski S, Garcia MD. Topologia molecolare: uno strumento utile per la ricerca di nuovi antibatterici. Bioorganic Med Chem Lett. (2000) 10:2033–6. doi: 10.1016/S0960-894X(00)00406-6 111. Yi Z, Yu Y, Liang Y, Zeng B. Attività antiossidanti e antimicrobiche in vitro dell’estratto di Pericarpium Citri Reticulatae di una nuova cultivar di agrumi e dei suoi principali flavonoidi. Lwt – Food Sci Technol. (2008) 41:597–603. doi: 10.1016/j.lwt.2007.04.008 112. Gwiazdowska D, Jus K, Jasnowska-Malecka J, Kluczynska K. L’impatto dei polifenoli sulla crescita del Bifidobacterium . Acta Biochim Pol. (2015) 62:895–901. doi: 10.18388/abp.2015_1154 113. Duda-Chodak A. L’effetto inibitorio dei polifenoli sul microbiota intestinale umano. J Physiol Pharmacol. (2012) 63:497–503. 114. Guirro M, Costa A, Gual-Grau A, Mayneris-Perxachs J, Torrell H, Herrero P, et al. Approccio multi-omico per chiarire l’attività del microbiota intestinale: connessione tra metaproteomica e metagenomica. Elettroforesi. (2018) 39:1692–701. doi: 10.1002/elps.201700476 115. Guo K, Ren J, Gu G, Wang G, Gong W, Wu X, et al. L’esperidina protegge dall’infiammazione intestinale ripristinando la funzione di barriera intestinale e regolando le cellule Treg. Mol Nutr Food Res. (2019) 63:e1800975. doi: 10.1002/mnfr.201800975 116. Estruel-Amades S, Massot-Cladera M, Perez-Cano FJ, Franch A, Castell M, Camps-Bossacoma M. Effetti dell’esperidina sul microbiota intestinale e sul tessuto linfoide associato all’intestino in ratti sani. Nutrienti. (2019) 11:324. doi: 10.3390/nu11020324 117. Guirro M, Gual-Grau A, Gibert-Ramos A, Alcaide-Hidalgo JM, Canela N, Arola L, et al. La metabolomica chiarisce gli effetti benefici molecolari dose-dipendenti dell’integrazione di esperidina nei ratti alimentati con una dieta obesogenica. Antiossidanti. (2020) 9:79. doi: 10.3390/antiox9010079 118. Zhang Z, Peng X, Li S, Zhang N, Wang Y, Wei H. Isolamento e identificazione di batteri che degradano la quercetina da microbi fecali umani. PLOS UNO. (2014) 9:e90531. doi: 10.1371/journal.pone.0090531 119. Porras D, Nistal E, Martinez-Florez S, Pisonero-Vaquero S, Olcoz JL, Jover R, et al. L’effetto protettivo della quercetina sulla steatosi epatica non alcolica indotta da una dieta ricca di grassi nei topi è mediata dalla modulazione dello squilibrio del microbiota intestinale e dalla relativa attivazione dell’asse intestino-fegato. Radic Biol Med. (2017) 102:188–202. doi: 10.1016/j.freeradbiomed.2016.11.037 120. Tu P, Bian X, Chi L, Gao B, Ru H, Knobloch TJ, et al. Caratterizzazione dei cambiamenti funzionali nel microbioma intestinale del topo associati all’aumento della popolazione di Akkermansia muciniphila modulata dai lamponi neri dietetici. ACS Omega. (2018) 3:10927–37. doi: 10.1021/acsomega.8b00064 121. Ushiroda C, Naito Y, Takagi T, Uchiyama K, Mizushima K, Higashimura Y, et al. Il polifenolo del tè verde (epigallocatechina-3-gallato) migliora la disbiosi intestinale e la disregolazione degli acidi biliari sierici nei topi alimentati con una dieta ricca di grassi. J Clin Biochem Nutr. (2019) 65:34–46. doi: 10.3164/jcbn.18-116 122. Boto-Ordóñez M, Urpi-Sarda M, Queipo-Ortuño M, Tulipani S, Tinahones FJ, Andres-Lacueva C. Alti livelli di bifidobatteri sono associati ad un aumento dei livelli di metaboliti microbici degli antociani: uno studio clinico randomizzato. Funzione alimentare (2014) 5:1932–8. doi: 10.1039/C4FO00029C 123. Gomez-Gallego C, Pohl S, Salminen S, De Vos WM, Kneifel W. Akkermansia muciniphila : un nuovo microbo funzionale con proprietà probiotiche. Beneficio Microb. (2016) 7:571–84. doi: 10.3920/BM2016.0009 124. Percival RS, Devine DA, Duggal MS, Chartron S, Marsh PD. L’effetto dei polifenoli del cacao sulla crescita, il metabolismo e la formazione di biofilm da parte di Streptococcus mutans e Streptococcus sanguinis . EurJ Oral Sci (2006) 114:343–8. doi: 10.1111/j.1600-0722.2006.00386.x 125. Yamanaka A, Kimizuka R, Kato T, Okuda K. Effetti inibitori del succo di mirtillo sull’attaccamento di streptococchi orali e formazione di biofilm. Microbiolo orale Immunol. (2004) 19:150–4. doi: 10.1111/j.0902-0055.2004.00130.x 126. Zheng J, Wittouck S, Salvetti E, Franz C, Harris HMB, Mattarelli P, et al. Una nota tassonomica sul genere Lactobacillus : descrizione di 23 nuovi generi, descrizione modificata del genere Lactobacillus Beijerinck 1901, e unione di Lactobacillaceae e Leuconostocaceae . Int J Syst Evol Microbiol (2020) 70:2782–858. doi: 10.1099/ijsem.0.004107 127. Gibson GR, Roberfroid MB. Modulazione dietetica del microbiota del colon umano: introduzione del concetto di prebiotici. J Nutr. (1995) 125:1401–12. doi: 10.1093/jn/125.6.1401 128. Lebeer S, Vanderleyden J, De Keersmaecker SC. Geni e molecole di lattobacilli che supportano l’azione probiotica. Microbiol Mol Biol Rev. (2008) 72:728–64, Sommario. doi: 10.1128/MMBR.00017-08 129. O’Callaghan A, van Sinderen D. Bifidobacteria e il loro ruolo come membri del microbiota intestinale umano. Microbiolo anteriore. (2016) 7:925. doi: 10.3389/fmicb.2016.00925 130. Trosvik P, de Muinck EJ. Ecologia dei batteri nel tratto gastrointestinale umano: identificazione della chiave di volta e dei taxa di fondazione. Microbioma. (2015) 3:44. doi: 10.1186/s40168-015-0107-4 131. Banerjee S, Schlaeppi K, van der Heijden MGA. Taxa Keystone come driver della struttura e del funzionamento del microbioma. Microbiolo Nat Rev. (2018) 16:567–76. doi: 10.1038/s41579-018-0024-1 132. Jimenez N, Curiel JA, Reveron I, de Las Rivas B, Munoz R. Scoprire il Lactobacillus plantarum WCFS1 gallato decarbossilasi coinvolto nella degradazione del tannino. Appl Ambiente Microbiol. (2013) 79:4253–63. doi: 10.1128/AEM.00840-13 133. de Las Rivas B, Rodriguez H, Anguita J, Munoz R. Tannasi batteriche: classificazione e proprietà biochimiche. Appl Microbiol Biotechnol. (2019) 103:603–23. doi: 10.1007/s00253-018-9519-e 134. Tabasco R, Sánchez-Patán F, Monagas M, Bartolomé B, Moreno-Arribas VM, Peláez C, et al. Effetto dei polifenoli dell’uva sui batteri lattici e sulla crescita dei bifidobatteri: resistenza e metabolismo. Microbiolo alimentare. (2011) 28:1345–52. doi: 10.1016/j.fm.2011.06.005 135. Fritsch C, Heinrich V, Vogel RF, Toelstede S. Potenziale di degradazione dell’acido fenolico e comportamento di crescita dei batteri dell’acido lattico nei substrati di girasole. Microbiolo alimentare. (2016) 57:178–86. doi: 10.1016/j.fm.2016.03.003 136. Filannino P, Di Cagno R, Gobbetti M. Percorsi metabolici e funzionali dei batteri lattici negli alimenti vegetali: uscire dal labirinto. Curr Opin Biotechnol. (2018) 49:64–72. doi: 10.1016/j.copbio.2017.07.016 137. Kawabata K, Yoshioka Y, Terao J. Ruolo del microbiota intestinale nella biodisponibilità e funzioni fisiologiche dei polifenoli alimentari. Molecole. (2019) 24:370. doi: 10.3390/molecole24020370 138. Fetzner S. Diossigenasi ad anello con piega di cupino. Appl Ambiente Microbiol. (2012) 78:2505–14. doi: 10.1128/AEM.07651-11 139. Rodriguez-Daza MC, Roquim M, Dudonne S, Pilon G, Levy E, Marette A, et al. I polifenoli e le fibre della bacca modulano distinte funzioni metaboliche microbiche e il clustering simile all’enterotipo del microbiota intestinale nei topi obesi. Microbiolo anteriore. (2020) 11:2032. doi: 10.3389/fmicb.2020.02032 140. Braune A, Blaut M. Specie batteriche coinvolte nella conversione dei flavonoidi alimentari nell’intestino umano. Microbi intestinali. (2016) 7:216–34. doi: 10.1080/19490976.2016.1158395 141. Takagaki A, Bollettino NF. Bioconversione di (-)-epicatechina, (+)-epicatechina, (-)-catechina e (+)-catechina da parte di batteri che metabolizzano (-)-epigallocatechina. Biol Pharma Toro. (2015) 38:789–94. doi: 10.1248/bpb.b14-00813 142. Vendrame S, Guglielmetti S, Riso P, Arioli S, Klimis-Zacas D, Porrini M. Il consumo di sei settimane di una bevanda in polvere di mirtilli selvatici aumenta i bifidobatteri nell’intestino umano. J Agric Food Chem. (2011) 59:12815–20. doi: 10.1021/jf2028686 143. Reveron I, Rodriguez H, Campos G, Curiel JA, Ascaso C, Carrascosa AV, et al. Modulazione dipendente dall’acido tannico di tratti selezionati di Lactobacillus plantarum legati alla sopravvivenza gastrointestinale. PLOS UNO. (2013) 8:e66473. doi: 10.1371/journal.pone.0066473 144. Hervert-Hernandez D, Pintado C, Rotger R, Goni I. Ruolo stimolatorio dei polifenoli della vinaccia sulla crescita del Lactobacillus acidophilus . Int J microbiolo alimentare. (2009) 136:119–22. doi: 10.1016/j.ijfoodmicro.2009.09.016 145. Reveron I, Plaza-Vinuesa L, Franch M, de Las Rivas B, Munoz R, Lopez de Felipe F. L’analisi basata sul trascrittoma nel Lactobacillus plantarum WCFS1 rivela nuove intuizioni sugli effetti del resveratrolo a livello di sistema. Mol Nutr Food Res. (2018) 62:e1700992. doi: 10.1002/mnfr.201700992 146. Plaza-Vinuesa L, Hernandez-Hernandez O, Moreno FJ, de Las Rivas B, Munoz R. Svelare la diversità della famiglia di glicoside idrolasi 13 alfa-amilasi da Lactobacillus plantarum WCFS1. Fatto di cellule microbiche. (2019) 18:183. doi: 10.1186/s12934-019-1237-3 147. Siezen R, Boekhorst J, Muscariello L, Molenaar D, Renckens B, Kleerebezem M. I cluster genici di Lactobacillus plantarum che codificano per putativi complessi proteici della superficie cellulare per l’utilizzo dei carboidrati sono conservati in specifici batteri gram-positivi. Genomica BMC. (2006) 7:126. doi: 10.1186/1471-2164-7-126 148. Avila M, Jaquet M, Moine D, Requena T, Pelaez C, Arigoni F, et al. Caratterizzazione fisiologica e biochimica delle due alfa-L-ramnosidasi di Lactobacillus plantarum NCC245. Microbiologia. (2009) 155:2739–49. doi: 10.1099/mic.0.027789-0 149. Barroso E, Sanchez-Patan F, Martin-Alvarez PJ, Bartolome B, Moreno-Arribas MV, Pelaez C, et al. Il Lactobacillus plantarum IFPL935 favorisce il metabolismo iniziale dei polifenoli del vino rosso quando viene aggiunto al microbiota del colon. J Agric Food Chem. (2013) 61:10163–72. doi: 10.1021/jf402816r 150. Filannino P, Di Cagno R, Crecchio C, De Virgilio C, De Angelis M, Gobbetti M. Riprogrammazione trascrizionale e commutazione fenotipica associata all’adattamento di Lactobacillus plantarum C2 a nicchie vegetali. Sci Rep. (2016) 6:27392. doi: 10.1038/srep27392 151. Vaquero I, Marcobal A, Munoz R. Attività tannasica di batteri dell’acido lattico isolati da mosto d’uva e vino. Int J microbiolo alimentare. (2004) 96:199–204. doi: 10.1016/j.ijfoodmicro.2004.04.004 152. Nishitani Y, Sasaki E, Fujisawa T, Osawa R. Analisi genotipiche di lattobacilli con una gamma di attività di tannasi isolate da feci umane e cibi fermentati. Syst Appl Microbiol. (2004) 27:109–17. doi: 10.1078/0723-2020-00262 153. Lopez de Felipe F, de Las Rivas B, Munoz R. Composti bioattivi prodotti dalla tannasi microbica intestinale: implicazioni per lo sviluppo del cancro colorettale. Microbiolo anteriore. (2014) 5:684. doi: 10.3389/fmicb.2014.00684 154. Jimenez N, Esteban-Torres M, Mancheno JM, de Las Rivas B, Munoz R. Degradazione del tannino da parte di un nuovo enzima tannasi presente in alcuni ceppi di Lactobacillus plantarum . Appl Ambiente Microbiol. (2014) 80:2991–7. doi: 10.1128/AEM.00324-14 155. Barnes RC, Kim H, Fang C, Bennett W, Nemec M, Sirven MA, et al. Indice di massa corporea come determinante dell’esposizione sistemica ai metaboliti del gallotannino durante il consumo di 6 settimane di mango ( Mangifera indica L.) e modulazione del microbiota intestinale in individui magri e obesi. Mol Nutr Food Res. (2019) 63:e1800512. doi: 10.1002/mnfr.201800512 156. Nemec MJ, Kim H, Marciante AB, Barnes RC, Talcott ST, Mertens-Talcott SU. Il pirogallolo, un metabolita microbico assorbibile dei gallotannini e i polifenoli del mango (Mangifera Indica L.) sopprimono la proliferazione in situ del carcinoma duttale del carcinoma mammario in vitro Food Funct. (2016) 7:3825–33. doi: 10.1039/C6FO00636A 157. Fang C, Kim H, Noratto G, Sun Y, Talcott ST, Mertens-Talcott SU. I derivati gallotanninici del mango (Mangifera indica L.) sopprimono l’adipogenesi e aumentano la termogenesi negli adipociti 3T3-L1 in parte attraverso la via AMPK. J Funzione cibo. (2018) 46:101–9. doi: 10.1016/j.jff.2018.04.043 158. Esteban-Torres M, Santamaria L, Cabrera-Rubio R, Plaza-Vinuesa L, Crispie F, de Las Rivas B, et al. Una vasta gamma di batteri intestinali umani ha il potenziale per metabolizzare il componente alimentare acido gallico. Appl Ambiente Microbiol. (2018) 84:e01558–18. doi: 10.1128/AEM.01558-18 159. Hunt CJ, Antonopoulou I, Tanksale A, Rova U, Christakopoulos P, Haritos VS. Approfondimenti sul legame del substrato delle esterasi dell’acido ferulico mediante esteri di arabinosio e metil idrossicinnamato e docking molecolare. Sci Rep. (2017) 7:17315. doi: 10.1038/s41598-017-17260-x 160. Wu H, Li H, Xue Y, Luo G, Gan L, Liu J, et al. Coproduzione ad alta efficienza di acido ferulico e xilooligosaccaridi dalla crusca di frumento mediante xilanasi ricombinante e feruloil esterasi. Biochem Eng J. (2017) 120:41–8. doi: 10.1016/j.bej.2017.01.001 161. Patras MA, Jaiswal R, McDougall GJ, Kuhnert N. Profiling e quantificazione dei glucosio caffeoil regioisomerici nei frutti di bosco. J Agric Food Chem. (2018) 66:1096–104. doi: 10.1021/acs.jafc.7b02446 162. Aguirre Santos EA, Schieber A, Weber F. Idrolisi sito specifica degli acidi clorogenici da parte di specie Lactobacillus selezionate . Food Res Int. (2018) 109:426–32. doi: 10.1016/j.foodres.2018.04.052 163. Esteban-Torres M, Landete JM, Reveron I, Santamaria L, de las Rivas B, Munoz R. A Lactobacillus plantarum esterasi attiva su un’ampia gamma di esteri fenolici. Appl Ambiente Microbiol. (2015) 81:3235–42. doi: 10.1128/AEM.00323-15 164. Xu Z, He H, Zhang S, Guo T, Kong J. Caratterizzazione delle feruloil esterasi prodotte dalle quattro specie di Lactobacillus : L. amylovorus, L. acidophilus, L. farciminis e L. fermentum, isolate da stufato di mais insilato . Microbiolo anteriore. (2017) 8:941. doi: 10.3389/fmicb.2017.00941 165. Hole AS, Rud I, Grimmer S, Sigl S, Narvhus J, Sahlstrom S. Biodisponibilità migliorata degli acidi fenolici alimentari nell’orzo integrale e nella farina di avena dopo la fermentazione con probiotici Lactobacillus acidophilus, Lactobacillus johnsonii e Lactobacillus reuteri . J Agric Food Chem (2012) 60:6369–75. doi: 10.1021/jf300410h 166. Russo M, Fabersani E, Abeijon-Mukdsi MC, Ross R, Fontana C, Benitez-Paez A, et al. ctobacillus fermentum CRL1446 migliora i parametri ossidativi e metabolici aumentando l’attività della feruloil esterasi intestinale e modulando il microbiota nei topi con restrizione calorica. Nutrienti. (2016) 8:415. doi: 10.3390/nu8070415 167. Andreasen MF, Kroon PA, Williamson G, Garcia-Conesa MT. L’attività esterasica in grado di idrolizzare gli idrossicinnamati antiossidanti dietetici è distribuita lungo l’intestino dei mammiferi. J Agric Food Chem. (2001) 49:5679–84. doi: 10.1021/jf010668c 168. Day AJ, DuPont MS, Ridley S, Rhodes M, Rhodes MJC, Morgan MRA, et al. Deglicosilazione dei glicosidi flavonoidi e isoflavonoidi da parte dell’intestino tenue umano e dell’attività della β-glucosidasi epatica. Febbraio Lett. (1998) 436:71–5. doi: 10.1016/S0014-5793(98)01101-6 169. Duncan SH, Russell WR, Quartieri A, Rossi M, Parkhill J, Walker AW, et al. La crusca di frumento promuove l’arricchimento all’interno del microbiota del colon umano di batteri produttori di butirrato che rilasciano acido ferulico. Ambiente microbiolo. (2016) 18:2214–25. doi: 10.1111/1462-2920.13158 170. Riva A, Kolimar D, Spittler A, Wisgrill L, Herbold CW, Abranko L, et al. Conversione della rutina, un llavonolo dietetico prevalente, da parte del microbiota intestinale umano. Microbiolo anteriore. (2020) 11:585428. doi: 10.3389/fmicb.2020.585428 171. Amaretti A, Raimondi S, Leonardi A, Quartieri A, Rossi M. Hydrolysis of the rutinose-conjugates flavonoids rutin and hesperidin by the gut microbiota and bifidobacteria. Nutrienti. (2015) 7:2788–800. doi: 10.3390/nu7042788 172. Konishi Y, Shimizu M. Trasporto transepiteliale dell’acido ferulico mediante trasportatore di acido monocarbossilico in monostrati di cellule Caco-2. Biosci Biotechnol Biochem. (2003) 67:856–62. doi: 10.1271/bbb.67.856 173. Baeza G, Bachmair EM, Wood S, Mateos R, Bravo L, de Roos B. I metaboliti del colon acido diidrocaffeico e acido diidroferulico sono inibitori più efficaci dell’attivazione piastrinica in vitro rispetto ai loro precursori fenolici. Funzione alimentare (2017) 8:1333–42. doi: 10.1039/C6FO01404F 174. Narasimhan A, Chinnaiyan M, Karundevi B. L’acido ferulico esercita il suo effetto antidiabetico modulando le molecole di segnalazione dell’insulina nel fegato della dieta ricca di grassi e del ratto maschio adulto diabetico di tipo 2 indotto da fruttosio. Appl Physiol Nutr Metab. (2015) 40:769–81. doi: 10.1139/apnm-2015-0002 175. Senaphan K, Kukongviriyapan U, Sangartit W, Pakdeechote P, Pannangpetch P, Prachaney P, et al. L’acido ferulico allevia i cambiamenti in un modello di ratto della sindrome metabolica indotta da una dieta ricca di carboidrati e grassi. Nutrienti. (2015) 7:6446–64. doi: 10.3390/nu7085283 176. Mancuso C, Santangelo R. Acido ferulico: aspetti farmacologici e tossicologici. Food Chem Toxicol. (2014) 65:185–95. doi: 10.1016/j.fct.2013.12.024 177. Gomez-Juaristi M, Martinez-Lopez S, Sarria B, Bravo L, Mateos R. Biodisponibilità di idrossicinnamati in una miscela di caffè verde/tostato istantaneo nell’uomo. identificazione di nuovi metaboliti del colon. Funzione alimentare (2018) 9:331–43. doi: 10.1039/C7FO01553D 178. Santamaria L, Reveron I, Lopez de Felipe F, de Las Rivas B, Munoz R. Svelare il percorso di riduzione come via metabolica alternativa alla decarbossilazione dell’idrossicinnamato in Lactobacillus plantarum . Appl Environ Microbiol (2018) 84:e01123–18. doi: 10.1128/AEM.01123-18 179. Krga I, Monfoulet LE, Konic-Ristic A, Mercier S, Glibetic M, Morand C, et al. Gli antociani ei loro metaboliti intestinali riducono l’adesione dei monociti alle cellule endoteliali attivate dal TNFalfa a concentrazioni fisiologicamente rilevanti. Arch Biochimica Biofisica. (2016) 599:51–9. doi: 10.1016/j.abb.2016.02.006 180. Mantziari A, Tölkkö S, Ouwehand AC, Löyttyniemi E, Isolauri E, Salminen S, et al. L’effetto della fortificazione del latte umano donato sull’adesione dei probiotici in vitro . Nutrienti. (2020) 12:182. doi: 10.3390/nu12010182 181. Nielsen IL, Chee WS, Poulsen L, Offord-Cavin E, Rasmussen SE, Frederiksen H, et al. La biodisponibilità è migliorata dalla modifica enzimatica dell’esperidina flavonoide degli agrumi negli esseri umani: uno studio incrociato randomizzato, in doppio cieco. J Nutr. (2006) 136:404–8. doi: 10.1093/jn/136.2.404 182. Michlmayr H, Kneifel W. Attività beta-glucosidasi dei batteri dell’acido lattico: meccanismi, impatto sul cibo fermentato e sulla salute umana. FEMS Microbiolo Lett. (2014) 352:1–10. doi: 10.1111/1574-6968.12348 183. Day AJ, Cañada FJ, Diaz JC, Kroon PA, McLauchlan R, Faulds CB, et al. I flavonoidi alimentari e i glicosidi isoflavonici sono idrolizzati dal sito lattasico della lattasi florizin idrolasi. Febbraio Lett. (2000) 468:166–70. doi: 10.1016/S0014-5793(00)01211-4 184. Lancon A, Delmas D, Osman H, Thenot JP, Jannin B, Latruffe N. Assorbimento delle cellule epatiche umane del resveratrolo: coinvolgimento sia della diffusione passiva che del processo mediato dal portatore. Biochem Biophys Res Commun. (2004) 316:1132–7. doi: 10.1016/j.bbrc.2004.02.164 185. Wei B, Wang YK, Qiu WH, Wang SJ, Wu YH, Xu XW, et al. Scoperta e meccanismo dei batteri intestinali nella scissione enzimatica dei legami glicosidici CC. Appl Microbiol Biotechnol. (2020) 104:1883–90. doi: 10.1007/s00253-019-10333-z 186. Dabek M, McCrae SI, Stevens VJ, Duncan SH, Louis P. Distribuzione dell’attività beta-glucosidasi e beta-glucuronidasi e del gene beta-glucuronidasi nei batteri del colon umano. FEMS Microbiol Ecol. (2008) 66:487–95. doi: 10.1111/j.1574-6941.2008.00520.x 187. Hur HG, Lay JO Jr, Beger RD, Freeman JP, Rafii F. Isolamento dei batteri intestinali umani che metabolizzano i glicosidi isoflavonici naturali daidzin e genistin. Microbiolo dell’arco. (2000) 174:422–8. doi: 10.1007/s002030000222 188. Zyzelewicz D, Bojczuk M, Budryn G, Jurgonski A, Zdunczyk Z, Juskiewicz J, et al. Influenza della dieta arricchita con estratti di semi di cacao sugli indici fisiologici dei ratti da laboratorio. Molecole. (2019) 24:825. doi: 10.3390/molecole24050825 189. Heng Y, Kim MJ, Yang HJ, Kang S, Park S. Lactobacillus intestinalis produce efficacemente equolo da daidzein e chungkookjang, semi di soia fermentati a breve termine. Microbiolo dell’arco. (2019) 201:1009–17. doi: 10.1007/s00203-019-01665-5 190. Chen LR, Ko NY, Chen KH. Supplementi di isoflavoni per le donne in menopausa: una revisione sistematica. Nutrienti. (2019) 11:2649. doi: 10.3390/nu11112649 191. Toh H, Oshima K, Suzuki T, Hattori M, Morita H. Sequenza completa del genoma del batterio produttore di equolo Adlercreutzia equolifaciens DSM 19450T. Genoma Annuncio. (2013) 1:e00742–13. doi: 10.1128/genomeA.00742-13 192. Maruo T, Sakamoto M, Ito C, Toda T, Benno Y. Adlercreutzia equolifaciens gen. nov., sp. nov ., un batterio produttore di equolo isolato da feci umane, e descrizione emendata del genere Eggerthella. Int J Syst Evol Microbiol. (2008) 58:1221–7. doi: 10.1099/ijs.0.65404-0 193. Ishiwata N, Melby MK, Mizuno S, Watanabe S. Nuovo integratore di equolo per alleviare i sintomi della menopausa: studio randomizzato, controllato con placebo su donne giapponesi. Menopausa. (2009) 16:141–8. doi: 10.1097/gme.0b013e31818379fa 194. Alakomi HL, Puupponen-Pimia R, Aura AM, Helander IM, Nohynek L, Oksman-Caldentey KM, et al. Indebolimento della salmonella con metaboliti microbici selezionati di composti fenolici derivati da bacche e acidi organici. J Agric Food Chem. (2007) 55:3905–12. doi: 10.1021/jf070190y 195. Saha P, Yeoh BS, Singh R, Chandrasekar B, Vemula PK, Haribabu B, et al. La conversione del microbiota intestinale dell’acido ellagico alimentare in urolitina A fitoceutica bioattiva inibisce l’eme perossidasi. PLOS UNO. (2016) 11:e0156811. doi: 10.1371/journal.pone.0156811 196. Espin JC, Gonzalez-Sarrias A, Tomas-Barberan FA. Il microbiota intestinale: un fattore chiave negli effetti terapeutici dei (poli)fenoli. Biochimica Pharmacol. (2017) 139:82–93. doi: 10.1016/j.bcp.2017.04.033 197. Rocchetti G, Bhumireddy SR, Giuberti G, Mandal R, Lucini L, Wishart DS. Le noci commestibili forniscono polifenoli e i loro prodotti di trasformazione all’intestino crasso: un modello di fermentazione in vitro che combina metabolomica mirata/non mirata. Food Res Int. (2019) 116:786–94. doi: 10.1016/j.foodres.2018.09.012 198. Cho GS, Ritzmann F, Eckstein M, Huch M, Briviba K, Behsnilian D, et al. Quantificazione di Slackia e Eggerthella spp. nelle feci umane e adesione dei ceppi rappresentanti alle cellule caco-2. Microbiolo anteriore. (2016) 7:658. doi: 10.3389/fmicb.2016.00658 199. Gupta RS, Chen WJ, Adeolu M, Chai Y. Firme molecolari per la classe Coriobacteriia e i suoi diversi cladi; proposta di divisione della classe Coriobacteriia nell’ordine emendato Coriobacteriales, contenente la famiglia emendata Coriobacteriaceae e Atopobiaceae fam nov., e Eggerthellales ord. nov., contenente la famiglia Eggerthellaceae fam. nov Int J Syst Evol Microbiol. (2013) 63:3379–97. doi: 10.1099/ijs.0.048371-0 200. Mele L, Carobbio S, Brindani N, Curti C, Rodriguez-Cuenca S, Bidault G, et al. I fenil-gamma-valerolattoni, metaboliti del colon flavan-3-ol, proteggono gli adipociti bruni dallo stress ossidativo senza comprometterne la differenziazione o la funzione. Mol Nutr Food Res. (2017) 61:1700074. doi: 10.1002/mnfr.201700074 201. Mena P, Bresciani L, Brindani N, Ludwig IA, Pereira-Caro G, Angelino D, et al. Fenil-gamma-valerolattoni e acidi fenilvalerici, i principali metaboliti del colon dei flavan-3-oli: sintesi, analisi, biodisponibilità e bioattività. Nat Prod Rep. (2019) 36:714–52. doi: 10.1039/C8NP00062J 202. Lee CC, Kim JH, Kim JS, Oh YS, Han SM, Park JHY, et al. Il 5-(3′,4′-diidrossifenil-gamma-valerolattone), un importante metabolita microbico della proantocianidina, attenua l’adesione THP-1 monocito-endoteliale. Int J Mol Sci. (2017) 18:1363. doi: 10.3390/ijms18071363 203. Marquez Campos E, Stehle P, Simon MC. Metaboliti microbici di flavan-3-Ols e loro attività biologica. Nutrienti. (2019) 11:2260. doi: 10.3390/nu11102260 204. Mena P, González de Llano D, Brindani N, Esteban-Fernández A, Curti C, Moreno-Arribas MV, et al. Il 5-(3′,4′-diidrossifenil)-γ-valerolattone e i suoi coniugati solfato, metaboliti circolanti rappresentativi dei flavan-3-oli, mostrano attività antiadesiva contro l’Escherichia coli uropatogeno nelle cellule epiteliali della vescica. J Funzione cibo. (2017) 29:275–80. doi: 10.1016/j.jff.2016.12.035 205. Angelino D, Carregosa D, Domenech-Coca C, Savi M, Figueira I, Brindani N, et al. Il 5-(idrossifenil)-gamma-valerolattone-solfato, un metabolita microbico chiave dei flavan-3-oli, è in grado di raggiungere il cervello: evidenza da diversi modelli sperimentali in silico, in vitro e in vivo . Nutrienti. (2019) 11:2678. doi: 10.3390/nu11112678 206. Fernandez-Millan E, Ramos S, Alvarez C, Bravo L, Goya L, Martin MA. I metaboliti fenolici microbici migliorano la secrezione di insulina stimolata dal glucosio e proteggono le cellule beta pancreatiche dalla tossicità indotta dal terz-butil idroperossido tramite le vie ERK e PKC. Food Chem Toxicol. (2014) 66:245–53. doi: 10.1016/j.fct.2014.01.044 207. Fang C, Kim H, Barnes RC, Talcott ST, Mertens-Talcott SU. I biomarcatori delle malattie associate all’obesità sono diversamente modulati negli individui magri e obesi e inversamente correlati ai metaboliti polifenolici plasmatici dopo 6 settimane di consumo di mango ( Mangifera indica L.). Mol Nutr Food Res. (2018) 62:e1800129. doi: 10.1002/mnfr.201800129 208. Li Z, Henning SM, Lee RP, Lu QY, Summanen PH, Thames G, et al. L’estratto di melograno induce la formazione del metabolita ellagitannin e modifica il microbiota delle feci in volontari sani. Funzione alimentare (2015) 6:2487–95. doi: 10.1039/C5FO00669D 209. Tomás-Barberán FA, González-Sarrías A, García-Villalba R, Núñez-Sánchez MA, Selma MV, García-Conesa MT, et al. Urolitine, il salvataggio di “vecchi” metaboliti per comprendere un “nuovo” concetto: i metabotipi come nesso tra metabolismo fenolico, disbiosi del microbiota e stato di salute dell’ospite. Mol Nutr Food Res. (2017) 61:1500901. doi: 10.1002/mnfr.201500901 210. Mendez-Vilas A, Giménez JA, Truchado P, Larrosa M, Espín JC, Tomás-Barberán F, et al. Le urolitine, metaboliti prodotti dalla microflora del colon umano, agiscono come inibitori del quorum sensing di Yersinia enterocolitica influenzandone l’espressione genica. In: Méndez-Vilas A, , editore. Scienza e tecnologia contro i patogeni microbici . World Scientific Publishing Co. Pte. srl (2011). P. 202–6. doi: 10.1142/9789814354868_0039 211. Andersen T, Carstensen J, Hernandez-Garcia E, Duarte CM. Soglie ecologiche e cambi di regime: approcci all’identificazione. Tendenze Ecol Evol. (2009) 24:49–57. doi: 10.1016/j.tree.2008.07.014 212. Costello EK, Stagaman K, Dethlefsen L, Bohannan BJ, Relman DA. L’applicazione della teoria ecologica verso una comprensione del microbioma umano. Scienza. (2012) 336:1255–62. doi: 10.1126/science.1224203 213. Kim Y, Choi Y, Ham H, Jeong HS, Lee J. Effetti protettivi delle frazioni di procianidine oligomeriche e polimeriche da semi d’uva sgrassati sul danno ossidativo indotto da tert-butil idroperossido nelle cellule HepG2. Chimica alimentare. (2013) 137:136–41. doi: 10.1016/j.foodchem.2012.10.006 214. Ogura K, Ogura M, Shoji T, Sato Y, Tahara Y, Yamano G, et al. La somministrazione orale di procianidine di mela migliora la resistenza all’insulina attraverso la soppressione dell’espressione di citochine pro-infiammatorie nel fegato di topi ob/ob diabetici. J Agric Food Chem. (2016) 64:8857–65. doi: 10.1021/acs.jafc.6b03424 215. Magrone T, Magrone M, Russo MA, Jirillo E. Recenti progressi sulle proprietà antinfiammatorie e antiossidanti dei polifenoli dell’uva rossa: studi in vitro e in vivo . Antiossidanti. (2019) 9:35. doi: 10.3390/antiox9010035 216. Sheng L, Jena PK, Liu HX, Hu Y, Nagar N, Bronner DN, et al. Trattamento dell’obesità mediante segnalazione degli acidi biliari regolata dall’epigallocatechina-3-gallato e la sua Akkermansia muciniphil a arricchita. FASEB J. (2018) 32:6371–84. doi: 10.1096/fj.201800370R 217. Zhang Z, Wu X, Cao S, Cromie M, Shen Y, Feng Y, et al. L’acido clorogenico migliora la colite sperimentale promuovendo la crescita di Akkermansia nei topi. Nutrienti. (2017) 9:677. doi: 10.3390/nu9070677 218. Zhang Z, Wu X, Cao S, Wang L, Wang D, Yang H, et al. L’acido caffeico migliora la colite in associazione con l’aumento della popolazione di Akkermansia nel microbiota intestinale dei topi. Oncotarget. (2016) 7:31790–9. doi: 10.18632/oncotarget.9306 219. Etxeberria U, Arias N, Boque N, Macarulla MT, Portillo MP, Martinez JA, et al. Rimodellamento della composizione del microbiota intestinale fecale mediante l’assunzione di trans-resveratrolo e quercetina in ratti alimentati con una dieta ricca di saccarosio. J Nutr Biochem. (2015) 26:651–60. doi: 10.1016/j.jnutbio.2015.01.002 220. Cheng Z, Wang Y, Li B. Illumina MiSeq rivela l’influenza del mirtillo malvidina-3-galattoside sulla struttura della comunità microbica fecale e metabolizza i topi con cancro al fegato. Peerj Prepr. (2018) 6:e27429v2. doi: 10.7287/peerj.preprints.27429 221. Caputo A, Dubourg G, Croce O, Gupta S, Robert C, Papazian L, et al. Assemblaggio dell’intero genoma di Akkermansia muciniphila sequenziato direttamente dalle feci umane. Biol diretto. (2015) 10:5. doi: 10.1186/s13062-015-0041-1 222. Guo X, Li S, Zhang J, Wu F, Li X, Wu D, et al. Il sequenziamento del genoma di 39 isolati di Akkermansia muciniphila ne rivela la struttura della popolazione, la diversità genomica e funzionale e la distribuzione globale nel microbiota intestinale dei mammiferi. Genomica BMC. (2017) 18:800. doi: 10.1186/s12864-017-4195-3 223. Dubourg G, Lagier JC, Armougom F, Robert C, Audoly G, Papazian L, et al. Colonizzazione ad alto livello dell’intestino umano da parte di Verrucomicrobia in seguito a trattamento antibiotico ad ampio spettro. Int J Agenti antimicrobici. (2013) 41:149–55. doi: 10.1016/j.ijantimicag.2012.10.012 224. Png CW, Linden SK, Gilshenan KS, Zoetendal EG, McSweeney CS, Sly LI, et al. I batteri mucolitici con una maggiore prevalenza nella mucosa IBD aumentano l’utilizzo in vitro della mucina da parte di altri batteri. Sono J Gastroenterol. (2010) 105:2420–8. doi: 10.1038/ajg.2010.281 225. van Passel MW, Kant R, Zoetendal EG, Plugge CM, Derrien M, Malfatti SA, et al. Il genoma di Akkermansia muciniphila , un degradatore di mucina intestinale dedicato, e il suo utilizzo nell’esplorazione dei metagenomi intestinali. PLoS One. (2011) 6:e16876. doi: 10.1371/journal.pone.0016876 226. Ansaldo E, Slayden LC, Ching KL, Koch MA, Wolf NK, Plichta DR, et al. Akkermansia muciniphila induce risposte immunitarie adattative intestinali durante l’omeostasi. Scienza. (2019) 364:1179–84. doi: 10.1126/science.aaw7479 227. Greig CJ, Alper A, Goodman AL, Cowles RA. L’omeostasi della mucosa è alterata nell’ileo dei topi gnotobiotici. Ris. J Surg. (2018) 231:331–7. doi: 10.1016/j.jss.2018.05.055 228. Everard A, Belzer C, Geurts L, Ouwerkerk JP, Druart C, Bindels LB, et al. Il cross-talk tra Akkermansia muciniphila e l’epitelio intestinale controlla l’obesità indotta dalla dieta. Proc National Acad Sci USA. (2013) 110:9066–71. doi: 10.1073/pnas.1219451110 229. Le Chatelier E, Nielsen T, Qin J, Prifti E, Hildebrand F, Falony G, et al. La ricchezza del microbioma intestinale umano è correlata ai marcatori metabolici. Natura. (2013) 500:541–6. doi: 10.1038/natura12506 230. Gurung M, Li Z, You H, Rodrigues R, Jump DB, Morgun A, et al. Ruolo del microbiota intestinale nella fisiopatologia del diabete di tipo 2. EBioMedicina. (2020) 51:102590. doi: 10.1016/j.ebiom.2019.11.051 231. Ellekilde M, Krych L, Hansen CH, Hufeldt MR, Dahl K, Hansen LH, et al. Caratterizzazione del microbiota intestinale in topi obesi carenti di leptina – correlazione con parametri infiammatori e diabetici. Res Vet Sci. (2014) 96:241–50. doi: 10.1016/j.rvsc.2014.01.007 232. Chen T, Yang CS. Destini biologici dei polifenoli del tè e loro interazioni con il microbiota nel tratto gastrointestinale: implicazioni sugli effetti sulla salute. Crit Rev Food Sci Nutr. (2020) 60:2691–709. doi: 10.1080/10408398.2019.1654430 233. Schaab MR, Barney BM, Francisco WA. Studi cinetici e spettroscopici sulla quercetina 2,3-diossigenasi da Bacillus subtilis . Biochimica (2006) 45: 1009–16. doi: 10.1021/bi051571c 234. Cueva C, Sanchez-Patan F, Monagas M, Walton GE, Gibson GR, Martin-Alvarez PJ, et al. Fermentazione in vitro delle frazioni di flavan-3-ol di semi d’uva da parte del microbiota fecale umano: cambiamenti nei gruppi microbici e nei metaboliti fenolici. FEMS Microbiol Ecol. (2013) 83:792–805. doi: 10.1111/1574-6941.12037 235. Jakobek L, Matić P. Fibra alimentare non covalente – Interazioni dei polifenoli e loro influenza sulla bioaccessibilità dei polifenoli. Tendenze Food Sci Technol. (2019) 83:235–47. doi: 10.1016/j.tifs.2018.11.024 236. Liu X, Le Bourvellec C, Renard C. Interazioni tra polisaccaridi e polifenoli della parete cellulare: effetto della struttura interna molecolare. Compr Rev Food Sci Food Saf. (2020) 19:3574–617. doi: 10.1111/1541-4337.12632 237. Curko N, Tomasevic M, Cvjetko Bubalo M, Gracin L, Radojcic Redovnikovic I, Kovacevic Ganic K. Estrazione di proantocianidine e antociani dalla buccia dell’uva utilizzando liquidi ionici. Tecnologie Alimentari Biotecnologie. (2017) 55:429–37. doi: 10.17113/ftb.55.03.17.5200 238. Ding Y, Morozova K, Scampicchio M, Ferrentino G. Polifenoli non estraibili da sottoprodotti alimentari: conoscenze attuali sul recupero, caratterizzazione e potenziali applicazioni. Processi. (2020) 8:925. doi: 10.3390/pr8080925 239. Mateos-Martin ML, Perez-Jimenez J, Fuguet E, Torres JL. Le proantocianidine non estraibili dall’uva sono una fonte di (epi) catechina biodisponibile e metaboliti derivati nei ratti. Br J Nutr. (2012) 108:290–7. doi: 10.1017/S0007114511005678 240. Celik EE, Gokmen V, Skibsted LH. Sinergismo tra antiossidanti solubili e legati alle fibre alimentari. J Agric Food Chem. (2015) 63:2338–43. doi: 10.1021/acs.jafc.5b00009 241. Auclair S, Silberberg M, Gueux E, Morand C, Mazur A, Milenkovic D, et al. I polifenoli e le fibre della mela attenuano l’aterosclerosi nei topi carenti di apolipoproteina E. J Agric Food Chem. (2008) 56:5558–63. doi: 10.1021/jf800419s 242. Nyambe-Silavwe H, Villa-Rodriguez JA, Ifie I, Holmes M, Aydin E, Jensen JM, et al. Inibizione dell’α-amilasi umana da parte dei polifenoli alimentari. J Funzione cibo. (2015) 19:723–32. doi: 10.1016/j.jff.2015.10.003 243. Liu J, Hao W, He Z, Kwek E, Zhao Y, Zhu H, et al. Effetti benefici degli estratti di acqua del tè sul peso corporeo e sul microbiota intestinale nei topi C57BL/6J alimentati con una dieta ricca di grassi. Funzione alimentare (2019) 10:2847–60. doi: 10.1039/C8FO02051E 244. Li J, Wu T, Li N, Wang X, Chen G, Lyu X. L’estratto di antociani di mirtillo promuove la funzione di barriera intestinale e inibisce l’attività degli enzimi digestivi regolando il microbiota intestinale nei ratti anziani. Funzione alimentare (2019) 10:333–43. doi: 10.1039/C8FO01962B 245. Van Rymenant E, Abranko L, Tumova S, Grootaert C, Van Camp J, Williamson G, et al. L’esposizione cronica agli acidi grassi a catena corta modula il trasporto e il metabolismo dei fenoli derivati dal microbioma nelle cellule intestinali umane. J Nutr Biochem. (2017) 39:156–68. doi: 10.1016/j.jnutbio.2016.09.009 246. Simmering R, Pforte H, Jacobasch G, Blaut M. La crescita del batterio intestinale che degrada i flavonoidi, Eubacterium ramulus , è stimolata dai flavonoidi alimentari in vivo . FEMS Microbiol Ecol . (2002) 40:243–8. doi: 10.1111/j.1574-6941.2002.tb00957.x 247. Peng X, Zhang Z, Zhang N, Liu L, Li S, Wei H. Catabolismo in vitro della quercetina da parte di batteri fecali umani e capacità antiossidante dei suoi cataboliti. Food Nutr Res. (2017) 58:23406. doi: 10.3402/fnr.v58.23406 248. Serra A, Macià A, Romero MP, Reguant J, Ortega N, Motilva MJ. Vie metaboliche del metabolismo del colon dei flavonoidi (flavonoli, flavoni e flavanoni) e degli acidi fenolici. Chimica alimentare. (2012) 130:383–93. doi: 10.1016/j.foodchem.2011.07.055 249. Kakkar S, Bais S. Una rassegna sull’acido protocatechuico e il suo potenziale farmacologico. ISRN Pharmacol. (2014) 2014:952943. doi: 10.1155/2014/952943 250. Carrasco-Pozo C, Gotteland M, Castillo RL, Chen C. L’acido 3,4-diidrossifenilacetico, un metabolita della quercetina derivato dal microbiota, protegge dalla disfunzione delle cellule beta pancreatiche indotta dal colesterolo alto. Exp Cell Res. (2015) 334:270–82. doi: 10.1016/j.yexcr.2015.03.021 251. Reveron I, Jimenez N, Curiel JA, Penas E, Lopez de Felipe F, de Las Rivas B, et al. L’espressione genica differenziale di Lactobacillus plantarum WCFS1 in risposta ai composti fenolici rivela nuovi geni coinvolti nella degradazione dei tannini. Appl Ambiente Microbiol. (2017) 83:e03387–16. doi: 10.1128/AEM.03387-16 252. Curiel JA, Rodriguez H, de Las Rivas B, Anglade P, Baraige F, Zagorec M, et al. Risposta di un isolato umano di Lactobacillus plantarum alla sfida dell’acido tannico valutata mediante analisi proteomiche. Mol Nutr Food Res. (2011) 55:1454–65. doi: 10.1002/mnfr.201000621 253. Garcia-Villalba R, Vissenaekens H, Pitart J, Romo-Vaquero M, Espin JC, Grootaert C, et al. Il modello di simulazione gastrointestinale TWIN-SHIME mostra differenze tra i metabotipi dell’urolitina umana nella composizione del microbiota intestinale, nel metabolismo dei polifenoli del melograno e nel trasporto lungo il tratto intestinale. J Agric Food Chem. (2017) 65:5480–93. doi: 10.1021/acs.jafc.7b02049 254. Vrancken G, Gregory AC, Huys GRB, Faust K, Raes J. Ecologia sintetica del microbiota intestinale umano. Microbiolo Nat Rev. (2019) 17:754–63. doi: 10.1038/s41579-019-0264-8 255. Riviere A, Gagnon M, Weckx S, Roy D, De Vuyst L. Interazioni reciproche di alimentazione incrociata tra Bifidobacterium longum subsp. longum NCC2705 e Eubacterium rectale ATCC 33656 spiegano gli effetti bifidogenici e butirogenici degli arabinoxilan oligosaccaridi. Appl Ambiente Microbiol. (2015) 81:7767–81. doi: 10.1128/AEM.02089-15 256. Desai MS, Seekatz AM, Koropatkin NM, Kamada N, Hickey CA, Wolter M, et al. Un microbiota intestinale privo di fibre alimentari degrada la barriera mucosa del colon e migliora la suscettibilità ai patogeni. Cellula. (2016) 167:1339–53 e21. doi: 10.1016/j.cell.2016.10.043 257. Schape SS, Krause JL, Engelmann B, Fritz-Wallace K, Schattenberg F, Liu Z, et al. Il microbiota intestinale umano semplificato (SIHUMIx) mostra un’elevata resistenza strutturale e funzionale contro i tempi di transito variabili nei bioreattori in vitro . Microrganismi. (2019) 7:641. doi: 10.3390/microrganismi7120641 258. Lukovac S, Belzer C, Pellis L, Keijser BJ, de Vos WM, Montijn RC, et al. Modulazione differenziale da parte di Akkermansia muciniphila e Faecalibacterium prausnitzii del metabolismo lipidico periferico dell’ospite e dell’acetilazione dell’istone negli organoidi intestinali del topo. mBio. (2014) 5:e01438–14. doi: 10.1128/mBio.01438-14 259. Aoki-Yoshida A, Saito S, Fukiya S, Aoki R, Takayama Y, Suzuki C, et al. Lactobacillus rhamnosus GG aumenta l’espressione genica del recettore Toll-like 3 nell’intestino tenue murino ex vivo e in vivo . Benefici microbi . (2016) 7:421–9. doi: 10.3920/BM2015.0169 260. Chassaing B, Van de Wiele T, De Bodt J, Marzorati M, Gewirtz AT. Gli emulsionanti dietetici alterano direttamente la composizione del microbiota umano e l’espressione genica ex vivo potenziando l’infiammazione intestinale. Intestino. (2017) 66:1414–27. doi: 10.1136/gutjnl-2016-313099 261. Fu J, Bonder MJ, Cenit MC, Tigchelaar EF, Maatman A, Dekens JA, et al. Il microbioma intestinale contribuisce a una parte sostanziale della variazione dei lipidi nel sangue. Ris. Circ. (2015) 117:817–24. doi: 10.1161/CIRCRESAHA.115.306807 262. Nie Y, Stürzenbaum SR. Proantocianidine di origine naturale: meccanismi molecolari e implicazioni per il disturbo lipidico e le malattie associate all’invecchiamento. Adv Nutr. (2019) 10:464–78. doi: 10.1093/advances/nmy118 263. Henning SM, Summanen PH, Lee RP, Yang J, Finegold SM, Heber D, et al. Gli ellagitannini del melograno stimolano la crescita di Akkermansia muciniphila in vivo. Anaerobio. (2017) 43:56–60. doi: 10.1016/j.anaerobe.2016.12.003 264. Lacombe A, Wu VCH, White J, Tadepalli S, Andre EE. Le proprietà antimicrobiche dei componenti frazionari del mirtillo basso (Vaccinium angustifolium) contro i patogeni di origine alimentare e la conservazione del probiotico Lactobacillus rhamnosus . Microbiolo alimentare . (2012) 30:124–31. doi: 10.1016/j.fm.2011.10.006 265. Consorzio CA. Dieci anni di CAZypedia: un’enciclopedia vivente di enzimi carboidrati attivi. Glicobiologia. (2018) 28:3–8. doi: 10.1093/glicob/cwx089 266. Lombard V, Golaconda Ramulu H, Drula E, Coutinho PM, Henrissat B. Il database degli enzimi carboidrati attivi (CAZy) nel 2013. Nucleic Acids Res. (2014) 42 (edizione del database): D490–5. doi: 10.1093/nar/gkt1178 267. Takagaki A, Nanjo F. Effetti dei metaboliti prodotti da (-) – epigallocatechina gallato dai batteri intestinali del ratto sull’attività dell’enzima di conversione dell’angiotensina I e sulla pressione sanguigna nei ratti spontaneamente ipertesi. J Agric Food Chem. (2015) 63:8262–6. doi: 10.1021/acs.jafc.5b03676 268. Unno K, Pervin M, Nakagawa A, Iguchi K, Hara A, Takagaki A, et al. Permeabilità della barriera emato-encefalica dei metaboliti della catechina del tè verde e della loro attività neuritogena nelle cellule di neuroblastoma umano SH-SY5Y. Mol Nutr Food Res. (2017) 61:1700294. doi: 10.1002/mnfr.201700294 269. Xia B, Shi XC, Xie BC, Zhu MQ, Chen Y, Chu XY, et al. L’urolitina A esercita effetti antiobesità migliorando la termogenesi del tessuto adiposo nei topi. PLoS Biol. (2020) 18:e3000688. doi: 10.1371/journal.pbio.3000688 270. Ishimoto H, Shibata M, Myojin Y, Ito H, Sugimoto Y, Tai A, et al. Proprietà antinfiammatorie e antiossidanti in vivo del metabolita ellagitannino urolitina A. Bioorg Med Chem Lett. (2011) 21:5901–4. doi: 10.1016/j.bmcl.2011.07.086 271. Casedas G, Les F, Choya-Foces C, Hugo M, Lopez V. Il metabolita urolitina-A migliora lo stress ossidativo nelle cellule neuro-2a, diventando un potenziale agente neuroprotettivo. Antiossidanti. (2020) 9:177. doi: 10.3390/antiox9020177 272. Dixon RA. Prodotti naturali e resistenza alle malattie delle piante. Natura. (2001) 411:843–7. doi: 10.1038/35081178 273. Song H, Chu Q, Yan F, Yang Y, Han W, Zheng X. Red pitaya betacyanins protegge dall’obesità indotta dalla dieta, dalla steatosi epatica e dalla resistenza all’insulina in associazione con la modulazione del microbiota intestinale nei topi. J Gastroenterolo Hepatol. (2016) 31:1462–9. doi: 10.1111/jgh.13278 274. Roriz CL, Barros L, Prieto MA, Ciric A, Sokovic M, Morales P, et al. Potenziamento delle attività antimicrobiche e antimicotiche di un estratto colorante ricco di betacianine ottenuto dai fiori di Gomphrena globosa L. Funzione alimentare (2018) 9:6205–17. doi: 10.1039/C8FO01829D

Autore dell'articolo:

Derry Procaccini

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